X
تبلیغات
آموزش تخصصی مصرف استروئید در بدنسازی - فبزیولوژی تولید مثل
 
آموزش تخصصی مصرف استروئید در بدنسازی
 
 
خوش آمدید به کاملترین مرجع آموزش پرورش اندام و بدنسازی
 
جکستان خنده

hypothalamic-pituitary-testes axis = HPTA  چرخه ترشح تستسترون هیپوفیز -هیپوتالاموسی


شما دوستان عزیز با توجه به مقالات قبلی بنده می دانید که هنگام مصرف هورمون ها بدن دیگر هورمون جدیدی تولید نمیکند چون سطح سرمی تستسترون در خون نه تنها به حد نرمال خود رسیبده است بلکه از حد آن هم بصورت وحشتناک بالا تر رفته است پس بدن به رستور های خودد (گیرنده ها ) و نورون ها ( سلول های انتقال دهنده پیام های عصبی) فرمان میدهد که تولید تستسترون را متوقف کند یا به عبارتی فید بک منفی می فرستد و همان طور که میدانید چرخه تولید تستسترون از مغز و از غده هیوفیز و هیپوتالاموس قدامی است که گنادروپین ها را ترشح می کنند (LH , FSH) که این دو هورمون بر غدد فوق کلیوی یا غدد گناد ها اثر کرده و هورمون های جنسی را ترشح میکنند که در زنان تنها منبع تولید تستسترون همین گنادها هستند ولی در بدن مردان گنادروپین ها علاوه بر گنادز در بیضه ها هم اثر کرده و بر روی سلول های اپیدیمیت و سرتولی اثر میکند و باعث تولید آندروژن ها میشود و بیضه ها مقدار کمی نیز استروژن ترشح میکنند و لازم به ذکر است که استروژن نام یک هورمون نیست بلکه نام چندین هورمون که شامل : استرادیول -  استریول واسترون است که فعالترین این هورمون ها استرادیول است که اثر آن ده برابر استرون و هزار برابر استریول میباشد .

و به هورمون های مترشحه از غدد فوق کلیوی را آدرنواسترون و هورمون های مترشحه از بیضه را آندروسترون مینامند برای به خاطر سپاری راحتر آندر = زیر = بیضه  و  آدرن  = همون غدد آدرنال

و هورمون های مترشحه از بیضه ها یا بالز علاوه بر استروژن ها : شامل تستسترون یا دلتا۴ - آندروستن -۱۷-اول-۳- اون

آندروستادیول یا آندروستان -۳؛۱۷ - دی اول

که در بین این هورمون ها اصلی ترین آنها تستسترون است که سنتز یا ساخت پروتینی را زیاد میکند و خواص آنابولیکی شدید و آندروژنی قویی دارد.

که این هورمون علاوه بر سنتز پروتینی از ترشح هورمون کورتیزول یا هورمون های گلو کو کورتیکوءید که خواص کاتابولیسم یا تخریبی دارند جلوگیری میکند

و هورمون مرد ساز مترشحه از غدد فوق کلیوی :   دهیدرو اپی آندروسترون یا دلتا۵ - و آدرنواسترون که در زنان نیز موجود میباشد است .      

و منظور از چرخه HPTA  همان چرخه ترشح تستسترون و فید بک منفی آن است و توضیح در مورد فید بک منفی یا همان باز خور  مانند این است که پدر شما به شما پول می دهد و شما پس دیگر کار نخواهید کرد و در مورد تستسترون نیز وقتی به صورت خارجی و صناعی وارد بدن میشود بدن دیگر تستسترون تولید نمیکند.

این داستان ادامه دارد ....

                                      

 |+| نوشته شده در  یکشنبه 26 تیر1390ساعت 2:35  توسط علی ف. نوجوان  | 

مقدمه: انسولين يك تنظيم كننده مهم سطح سرمي گلوبولين متصل شونده به هور‌مو‌ن جنسي (SHBG) است.سطوح پايين SHBG با افزايش مقاومت به انسولين و هيپرانسولينمي همراه است. هدف از اين مطالعه مقايسه سطح سرمي SHBG بين افراد سالم و بيماران مبتلا به ديابت بارداري (GDM) بود.
روش‌ها: سطح سرمي SHBG در 38 زن با ديابت حاملگي و 143 زن حامله سالم اندازه‌گيري شد. همچنين انسولين، پپتيدC و تستوسترون اندازه‌گيري شد. مقاومت و حساسيت به انسولين با آزمون‌هاي HOMA و QUIKE ارزيابي شدند.
يافته‌ها: سطح سرمي SHBG در گروه GDM نسبت به گروه سالم به‌طور ‌معني‌داري پايين‌تر بود (007/0 P=). سطح سرمي انسولين ناشتا در گروهGDM نسبت به گروه سالم بطور معني‌داري بالاتر بود(01/0 P=). نمايه HOMA در گروهGDM نسبت به گروه سالم بطور معني داري بالاتر بود (005/0 P=). درنهايت در يك مدل رگرسيون لجستيك با تعديل عواملي نظير سن، شاخص توده بدني و تعداد بارداري، صدك زير 25 سطح سرمي SHBG در پيش بيني GDM اثري مستقل داشت.
نتيجه گيري: سطح سرمي SHBG در بيماران GDM پايين تراز مقادير طبيعي است و مقادير پايين آن پيش بيني كنندهGDM مي‌باشد.

 

در این مطالعه ارتباط هورمونهای جنسی، لپتین و شاخص‏های تن سنجی در مردان بررسی و اثر کاهش متوسط وزن بر این متغیرها در افراد چاق مطالعه گردید. در 186 مرد بالغ با متوسط سن 30 سال (49-22)، نمایه توده بدن Kg/m2 27 (43-18) با وزن 8/131/80 کیلوگرم سطح سرمی تستوسترون، گلوبولین متصل شونده به هورمونهای جنسی (SHBG) ، دهیدرواپی آندرسترون سولفات (DHEA-S)، استرادیول، LH، FSH، انسولین، لپتین و شاخص‏های تن سنجی شامل نمایه توده بدن (BMI) و محیط کمر به باسن (WHR) اندازه‏گیری و اثر کاهش متوسط وزن بر این متغیرهای هورمونی در یک گروه 22 نفری از افرادی چاق با وزن 147/88 کیلوگرم این جمعیت مطالعه گردید. در این بررسی تستوسترون و SHBG سرم با BMI هبستگی منفی نشان دادند ( به ترتیب 05/0p<، 18/0-=r و 001/0p< ، 33/0-=r). ارتباط SHBG سرم با WHR (001/0p< ، 35/0-=r) و لپتین سرم با BMI (001/0p< ، 68/0= r ) و تستوسترون سرم (009/0p< ، 57/0-=r) بررسی گردید. در این مطالعه در افراد چاق (kg/m230BMI>) سطح تستوسترون nmol/l 389/11 و در افراد با وزن طبیعی(kg/ml25(BMI< برابر nmol/l 2/49/13 (009/0p<) و غلظت SHBG سرم نیز در آنان به ترتیب nmol/l 9/130/17 و nmol/l 2/140/28(001/0p<) بود. با کاهش میانگین1/6 کیلوگرم وزن، لپتین سرم از ng/ml 3/78/11 به ng/ml 1/36/7 (01/0p<) تقلیل یافت. در آنالیز رگرسیون چند متغیره لپتین سرم تنها تعیین کننده میزان تستوسترون سرم بود (38/0= R2) و تستوسترون و BMI مجموعاً قادر به توضیح بخش قابل ملاحظه‏ای از واریانس لپتین بودند (51/0=R2). از این یافته ها می‏توان نتیجه گرفت که در مردان غلظت بالای لپتین و سطح پایین تستوسترون و SHBG سرم با وزن بدن مرتبط است و همچنین غلظت بالای لپتین و پایین تستوسترون سرم مستقل از BMI با یکدیگر مرتبط هستند. ارتباط معکوس بین میزان لپتین و تستوسترون سرم نقش احتمالی لپتین در کاهش تستوسترون سرم در افراد چاق را تقویت می کند. در این مطالعه غلظت SHBG سرم با توزیع چربی در بدن مرتبط نبود

 

متن کامل
مقدمه
چاقي عامل خطر مهمي براي بيماريهايي نظير ديابت غير وابسته به انسولين و بيماريهاي عروق كرونر قلب محسوب مي شود و اين خطر در بيماران با چاقي بالاي تنه بيشتر است (3-1). در زنان با چاقي بالاي تنه سطح تستوسترون پلاسما بالاتر و ميزان SHBG پايين‏تر از زناني است كه چاقي پايين تنه دارند (4). بر خلاف اين در مردان چاق سطح تسترسترون و SHBG (5) و گاهي تستوسترون آزاد پلاسما (6) نسبت به افراد طبيعي كمتر گزارش شده است. در مردان نحوه ارتباط توزيع چربي بدن با هورمونهاي جنسي مستقل از كل چربي بدن متناقض است.
اخيراً بين سطح لپتين و تستوسترون سرم ارتباط معكوس مشاهده شده است (8،7). لپتين پپيتدي مترشحه از بافت چربي است كه از طريق كاهش دريافت غذا و افزايش متابوليسم بعنوان سيگنالي براي برقراري تعادل انرژي در بدن عمل كرده و ترشح آن توسط تستوسترون مهار مي‎‏گردد (10،9). از سوي ديگر لپتين نيز با اثر برگيرنده‏هاي خود در سلولهاي ليديك بيضه مي‏تواند توليد تستوسترون را تنظيم كند (11). ارتباط چاقي، تستوسترون و لپتين در مردان بسيار مرتبط با هم بنظر مي‎‏رسد و اين ارتباط ممكن است با يكي از مكانيسم‏هاي زير باشند:
1) چاقي ممكن است باعث كاهش سطح تستوسترون و در نتيجه حذف اثر مهاري آن بر لپتين و به دنبال آن افزايش لپتين سرم گردد.
2) چاقي ممكن است با افزايش لپتين و اثر مهاري آن بر تستوسترون موجب كاهش سطح تستوسترون سرم شود.
3) سطح پايين تستوسترون و ميزان بالاي لپتين ممكن است مستقل از يكديگر به دنبال چاقي ايجاد گردند.
4) پايين بودن توليد تستوسترون ممكن است به ايجاد چاقي و متعاقب آن افزايش لپتين منجر شود.
چگونگي تغيير عوامل ياد شده بدنبال كاهش وزن ممكن است شواهدي براي تاييد يكي از فرضيه‏هاي فوق را ارائه دهد. در اين مطالعه ارتباط بين نمايه توده بدن (BMI) ، توزيع چربي در بدن از طريق تخمين شاخص محيط كمر به باسن WHR هورمونهاي جنسي، انسولين و لپتين در 186 مرد بالغ با دامنه وسيعي از BMI و تستوسترون سرم مورد مطالعه قرار گرفت و سپس در تعدادي از افراد چاق اين جمعيت اثر كاهش متوسط وزن بر سطح هورمونهاي جنسي، انسولين و لپتين سرم مورد بررسي قرار گرفت.

مواد و روشها
نمونه‏‎‏ها: تعداد 186 مرد با BMI در محدوده (m2) قد/(kg) وزن 43-18 و سن 49-22 سال از يك مركز درمان ناباروري در شهر تهران مورد بررسي قرار گرفتند. اين افراد كه پس از ازدواج و با يكسال يا بيشتر تلاش بچه‏دار نشده بودند، در اين مركز براي يافتن علت ناباروري زوجين تحت بررسي قرار مي‎‏گرفتند. در صورت وجود هر گونه علائم باليني هيپوگناديسم، سابقه وقفه در رشد يا مشكل باليني ديگر و نيز مصرف هر نوع دارويي، نمونه از مطالعه حذف مي‏گرديد. در 23% اين جمعيت سطح تستوسترون سرم كمتر از nmol/l 10 بود. براي جلب همكاري بيماران هدف مطالعه براي افراد توضيح داده شد.
روش كار: وزن افراد با دقت 1/0 كيلوگرم با لباس سبك و بدون كفش و قد با دقت 5/0 سانتيمتر و تحت همين شرايط اندازه‏گيري شد. توزيع چربي با اندازه‏‎‏گيري دور كمر و باسن و بيان آن به صورت نسبت محيط كمر به باسن (WHR) انجام گرفت. محيط كمر در حد واسط حاشيه تحتاني دنده آخر و تاج استخوان Iliac و محيط باسن در ناحيه داراي بيشترين قطر اندازه‏گيري شد.
در مردان سطح تستوسترون تام، دهيدرواپي آندرسترون سولفات (DHEA-S) ، LH و FSH براي تمامي افراد (186 نفر)، SHBG در 107 نفر، استراديول در 50 نفر، انسولين و لپتين در 34 نفر اندازه‏گيري شد. از نمونه 186 نفري اوليه، به يك گروه 42 نفري از مردان چاق كه BMI آنها بين 36-29 بود، يك رژيم كم كالري با انرژي 1200 كيلو كالري در روز (25% انرژي از چربي و 60% انرژي از كربوهيدرات) داده شد. براي انجام اين رژيم از ليست جانشيني مواد غذايي استفاده شد و به افراد آموزش لازم براي انتخاب اقلام غذايي در چهارچوب كالري معين داده شد. از اين ميان 22 نفر موفق به كاهش وزني معادل 14-1 كيلوگرم در فاصله زماني 16-8 هفته پس از شروع رژيم غذايي شدند. بقيه افراد يا موفق به كاهش وزن نشده و يا به دلايل شخصي از مطالعه خارج گرديدند. از اين افراد در حاليكه هنوز تحت رژيم كاهش وزن قرار داشتند، نمونه خون گرفته شد و سطح سرمي تستوسترون تام، DHEA-S، SHBG، استراديول و انسولين تعيين شد. از آنجا كه لازم بود لپتين در وضعيت ثبات وزن اندازه‏گيري شود، به افراد آموزش داده شد كه وزن كم كرده خود را به مدت دو هفته حفظ كنند. از اين ميان تنها 11 نفر موفق به حفظ وزن خود شدند و لپتين سرم در آنان اندازه‏گيري شد.
آزمايشات: نمونه خون افراد، پس از يك ناشتاي 12 ساعته گرفته شد و به فاصله يك ساعت از خون‏گيري نمونه سانتريفوژ و سرم آن در ظروف كوچك پلاستيكي در فريزر C70- تا زمان اندازه گيري ذخيره گرديد. تستوسترون تام، DHEA-S ، LH و FSH با كيتهاي تجارتي IRMA (شركت كاوشيار ايران، تهران) اندازه‏گيري شد. انسولين و SHBG با كيتهاي تجارتي IRMA (system Laboratory Dignostic Webster, Texas, USA) استراديول با كيت تجارتي RIA (Orion Diagnostica corporation Coated tube Epso Finland) ، لپتين با كيت تجارتيELISA (DRG-Diagnostica, Germany) اندازه‏گيري شد. براي 22 نفري كه در مطالعه كاهش وزن شركت داشتند، تمام آزمايشات قبل وبعد از كاهش وزن با دو بار تكرار و نمونه‏ها قبل و بعد از كاهش وزن در يك مرحله آزمايش شد. ضريب Inter-assay, Intra-assay و حساسيت كيتهاي بكار گرفته شده به ترتيب براي تستوسترون 2/7%، 2/9% و nmol/l 17/0، براي SHBG 6/2%، 3/3% و nmol/l 5، براي DHEA-S 8/7%، 7/9% و g/dl 7/67، براي استراديول 7/5% ، 4/6% و pmol/l20، براي FSH 2%، 2/4% و IU/I 07/0، براي LH 6/0%، 4/4% و m IU/L10، براي انسولين 4/6%، 9/8% و IU/l 10، و براي لپتين 5/4%، 6/6% و ng/ml 2/0 بود.
آناليز آماري: سطح سرمي هورمونهاي اندازه‏گيري شده از توزيع نرمال برخوردار نبود. لذا براي بررسي ارتباط هورمونهاي جنسي با ساير متغيرها از آزمون غير پارامتريك همبستگي Spearman استفاده شد. براي مقايسه سطح هورمونهاي جنسي در افراد چاق وطبيعي از آزمون غير پارامتريك Mann Whitney rank test استفاده گرديد. در آن گروه از مردان چاق كه سطح سرمي لپتين و انسولين اندازه‏گيري شد نيز توزيع مربوط به اين داده‏ها نرمال نبود و از شكل لگاريتم طبيعي (Ln) آنها استفاده شد. سطح هورمونهاي جنسي در مردان چاق كه تحت رژيم كاهش وزن قرار گرفتند از توزيع نرمال برخوردار بود. لذا ارتباط Ln Leptin با هورمونها و شاخص‏هاي تن سنجي با آزمون همبستگي پيرسون مقايسه شد. مقايسه متغيرها قبل و بعد از كاهش وزن با paired-t-test انجام شد. براي كنترل و تنظيم لپتين براي BMI از دستور Curve-Estimation استفاده گرديد كه لپتين بعنوان متغير وابسته، BMI بعنوان متغير مستقل در نظر گرفته شد. تستوسترون و SHBG نيز بهمين ترتيب در صورت لزوم براي BMI و سن، كنترل شد. براي پي بردن به نقش متغيرهاي مختلف در واريانس تستوسترون و لپتين، ازآناليز رگرسيون چند متغيره استفاده شد. تمام مقادير بصورت بيان گرديده است و 05/0p< بعنوان سطح معني‏دار بودن منظور شده است.آناليز اطلاعات با استفاده از نرم‏افزار آماري SPSS (Version 10.01) انجام گرديد.

نتايج
خصوصيات تن سنجي و هورمونهاي جنسي افراد در جدول 1 نشان داده شده است. ميانگين سطح تستوسترون سرم در حد پايين محدوده طبيعي بوده و تاثير سن در كاهش تستوسترون سرم ناچيز و از نظر آماري معني‏دار نمي‏باشد. ماتريكس ضريب همبستگي Spearman در جدول 2 نشان مي‏دهد كه تستوسترون و SHBG با BMI و محيط كمر ارتباط منفي دارند و همچنين SHBG با WHR همبستگي منفي را نشان مي‏دهد. پس از كنترل و تنظيم تستوسترون و SHBG براي BMI، ارتباط آنها با محيط كمر معني‏دار نبود (تستوسترون 03/0=r ، 57/0P> و SHBG 05/0=r ، 56/0P>). افراد مورد مطالعه به دو گروه با وزن طبيعي (69=n ، kg/m2 25BMI<) و چاق (54=n ، kg/m2 30BMI>) تقسيم شدند. تستوسترون و SHBG سرم در افراد چاق به طور معني‏داري كمتر از افراد با وزن طبيعي بود ( به ترتيب nmol/l 2/49/13 در مقابلnmol/l 39/11، 09/0P> و nmol/l 2/1428 در مقابل nmol/l9/317، 001/0P<). Ln leptin ارتباط مستقيم با BMI (شكل 1) و ارتباط معكوس با تستوسترون سرم (شكل 2) داشت. لپتين پس از كنترل و تنظيم براي BMI نيز با تستوسترون سرم ارتباط منفي داشت (54/0=r ، 02/0p<). هيچ همبستگي معني‏داري بين لپتين با انسولين (23/0 r=،32/0P>)، لپتين با DHEA-S (11/0=r ، 64/0P>) و لپتين با سن (37/0=r، 08/0P>) وجود نداشت. در اين مطالعه لپتين كنترل شده براي BMI با محيط كمر ارتباط معني‏داري نشان نداد (04/0=r ، 82/0P>). متغيرهاي اندازه‏گيري شده قبل و بعد از كاهش وزن در جدول 3 آورده شده است. همانطور كه مشاهده مي‎‏شود با ميانگين كاهش وزن 1/6 كيلوگرم لپتين، انسولين، محيط باسن و WHR به طور معني‏داري كاهش و سطح استراديول سرم افزايش يافت. افزايش تستوسترون و SHBG بدنبال كاهش وزن از نظر آماري معني‏دار نبود. تنها عامل تعيين كننده كاهش لپتين در اين مطالعه درصد كاهش وزن بود. (04/0p< ، 46/0=2R) از آناليز رگرسيون چند متغيره مرحله‏اي براي بررسي ارتباط مستقل متغيرها با واريانس لپتين و تستوسترون سرم استفاده شد. با قرار دادن تستوسترون بعنوان متغير وابسته، تنها لپتين در مدل باقي ماند و BMI قادر به توضيح بخش معني‏داري از واريانس تستوسترون سرم نبود (02/0p<، 56/4-=SD، 02/0=، 38/0= 2R). در مدل مشابه كه لپتين سرم بعنوان متغير وابسته در نظر گرفته شد، تستوسترون و BMI هر دو قادر به توضيح قسمت قابل ملاحظه‏اي از واريانس لپتين بودند (جدول 4).

بحث
تستوسترون سرم و BMI در گروه مورد مطالعه از دامنه وسيعي برخوردار بود و اين سبب گرديد تا مطالعه همبستگي بين متغيرها بهتر صورت گيرد. سطح پايين تستوسترون و SHBG در افراد چاق در مقايسه با افراد با وزن طبيعي و ارتباط معكوس بين غلظت سرمي تستوسترون و SHBG با BMI در اين مطالعه با ساير بررسيهاي انجام شده مطابقت دارد (14، 12، 6). در اين مطالعه سطح تستوسترون آزاد سرم اندازه‏گيري نشد ولي در ساير مطالعات سطح پايين (16 ، 15) و نيز طبيعي (13) تستوسترون آزاد گزارش شده است. Seidell و همكارانش ارتباطي بين SHBG و BMI در افراد با وزن طبيعي مشاهده نكردند (17). اين تناقض ممكن است تا حدي به دليل كوچك بودن دامنه BMI در گروه مورد مطالعه آنان باشد. كاهش وزن متوسط در مطالعه حاضر به ترتيب موجب 15% و 16% افزايش تستوسترون و SHBG سرم شد. اگر چه اين افزايش از نظر آماري معني‏دار نبود ولي گوياي آن است كه احتمالاً كاهش وزن بيشتر در افراد با چاقي بيشتر موجب افزايش بيشتر سطح تستوسترون خواهد شد. در واقع در دو مطالعه ديگر بر روي افراد با چاقي شديد كاهش وزن 5/13 و 19 كيلوگرم به ترتيب افزايشي معادل 23% و 34% در سطح تستوسترون سرم را سبب شد (19،18) . نتايج مطالعه ما نشان داد كه سطح پايين آندروژنها با شدت چاقي درمردان مرتبط است و با كاهش وزن متوسط امكان بهبود وضعيت آندروژنها وجود دارد.
اختلال در سطح هورمونهاي جنسي در چاقي ممكن است دلايل مختلفي داشته باشد. كاهش سنتز SHBG بدليل سطح بالاي انسولين (20) و مهار پس نورد (فيدبكي) هيپوفيز بخاطر سطح بالاي استراديول در افراد چاق (21) از دلايل احتمالي اين اختلال مي‏باشد. در بيشتر مطالعات انجام شده سطح استراديول بدنبال كاهش وزن تقليل يافته است (19، 18) و اين نمايانگر نقش بافت چربي در تبديل تستوسترون به استراديول است. بر خلاف انتظار در اين مطالعه شاهد افزايش سطح استراديول بدنبال كاهش وزن بوديم كه قبلاً توسط Zumoff نيز گزارش شده است (16).
در اين مطالعه بين لپتين و لپتين كنترل و تنظيم شده براي BMI با تستوسترون همبستگي منفي ديده شد. چنين ارتباطي در برخي از بررسيهاي ديگر نيز گزارش شده است (22، 9، 8). ولي در برخي از مطالعات پس از كنترل و تنظيم لپتين براي BMI ارتباط آن با تستوسترون از بين مي‎‏رود، در صورتيكه گيرنده‏هاي لپتين در بافت بيضه وجود دارند (3). Isidori و همكارانش نشان دادند كه سطح لپتين سرم مهمترين شاخص كاهش تستوسترون است (11). از طرف ديگر با قرار دادن محيط كشت حاوي سلولهاي چربي انسان در معرض تستوسترون، بيان ژن لپتين كاهش مي‎‏يابد (4). علاوه بر اين درمان مبتلايان به هيپوگناديسم (10-7) و نوجوانان مبتلا به وقفه در رشد (5) و نيز سالمندان (6) با تستوسترون موجب كاهش سطح لپتين سرم مي‎‏شود ولي از آنجا كه در درمان با تستوسترون از توده چربي بدن كاسته مي‏شود در تفسير اين نتايج مي‏بايست محتاط بود. نتايج آناليز رگرسيون چند متغيره در اين مطالعه نشان داد كه تنها تعيين كننده سطح تستوسترون سرم، لپتين بوده و BMI قادر به توضيح باقيمانده واريانس تستوسترون سرم نبود. از سوي ديگر در آناليز رگرسيون، بخش قابل ملاحظه‏اي از واريانس لپتين با تستوسترون و BMI قابل توضيح بود. بنابراين در حاليكه ما قادر به رد اثر احتمالي تستوسترون در سطح لپتين سرم نمي‏باشيم نتايج حاصله نشان داد كه در افراد چاق غلظت بالاي لپتين به كاهش تستوسترون كمك مي‏كند. براي مشخص شدن رابطه علت و معلولي بين سطح بالاي لپتين و سطح پايين تستوسترون، اندازه‏گيري متناوب لپتين و تستوسترون سرم در حين كاهش وزن مفيد خواهد بود.
در تمام مطالعات انجام شده، كاهش لپتين با كاهش وزن ديده شده است (35-27). در اين بررسيها كاهش لپتين سرم بدنبال كاهش وزن با مقدار چربي از دست رفته و نيز تغيير در برخي متغيرهاي ديگر از جمله انسولين (30)، گلوكز (31) و وجود اسيدهاي چرب آزاد در خون (32) مرتبط بوده است. در اين مطالعه لپتين در زمانهاي مختلف در حين كاهش وزن اندازه‏گيري نشد و مقدار كاهش آن تنها با درصد كاهش وزن مرتبط بود. جالب اينكه مقدار لپتين و انسولين قبل از كاهش وزن با يكديگر مرتبط نبودند ولي با كاهش وزن همبستگي مثبتي را با هم نشان دادند. Rissanen و همكارانش نيز چنين رابطه‏اي را بين انسولين و لپتين، قبل و بعداز كاهش وزن گزارش نموده اند (33). چنين يافته‏اي در افراد چاق ممكن است بدليل افزايش غير متناسب لپتين و انسولين نسبت به يكديگر باشد.
ارتباط بين آندروژنها و توزيع چربي در بدن در مطالعات متعددي مورد بررسي قرار گرفته است. Seidell و همكارانش با اندازه گيري مستقيم چربي احشايي بوسيله اسكن توپوگرافي كامپيوتري (CT-scan) نشان دادند كه در مردان بين ميزان چربي احشايي و تستوسترون سرم ارتباط منفي وجود دارد (17). Tchernof و همكارانش پس از كنترل كل چربي بدن، ارتباطي بين استروئيدهاي آندروژنيك و SHBG با چربي احشايي اندازه‏گيري شده با CT- scan نيافتند (5). علاوه بر اين Rissanen و همكارانش نيز در مطالعه بر روي افراد با چاقي متوسط بين چربي احشايي اندازه‏گيري شده با روش MRI با تستوسترون و SHBG ارتباطي نيافتند (33). Giagulli و همكارانش (15) و نيز Pasqualli و همكارانش (6) با استفاده از WHR بعنوان شاخص توزيع چربي در بدن، ارتباطي بين آندروژنها و توزيع چربي نيافتند ولي برخلاف آنها Haffner و همكارانش بين WHR و تستوسترون سرم ارتباطي معكوس را گزارش نمودند (34،14). در برخي از مطالعات، تزريق تستوسترون به افراد چاق موجب كاهش چربي احشايي مي‎‏شود (38،37)، ولي همزمان از ساير ذخاير چربي بدن نيز كاسته شده و اين مسئله نتيجه‏‏گيري در مورد ارتباط تستوسترون و توزيع چربي را دشوار مي كند.
در اين مطالعه بدليل محدوديتهاي موجود امكان اندازه‏گيري مستقيم چربي احشايي وجود نداشت. نتايج اين بررسي نشان دهنده ارتباط معكوس بين غلظت SHBG سرم و WHR مي‏باشد و علاوه بر اين سطح تستوسترون و SHBG سرم با محيط كمر ارتباط معكوسي را نشان مي‏دهد ولي پس از كنترل و تنظيم تستوسترون براي BMI اين ارتباط از بين رفت. بنابراين ارتباط تستوسترون و SHBG سرم با توزيع چربي تحت تاثير چربي كل بدن مي‎‏باشد. براي روشن شدن بيشتر اين رابطه مطالعات بيشتري لازم است.
در اين بررسي ارتباطي بين سطح لپتين سرم و WHR يافت نشد در حاليكه در برخي مطالعات ارتباط مثبت (39-37) و در برخي ديگر همانند اين مطالعه ارتباطي مشاهده نگرديده است (42-40) و يا پس از كنترل كل توده چربي بدن، اين ارتباط از بين خواهد رفت (44،43) . در برخي از مطالعات نيز لپتين با توزيع چربي در پايين تنه و يا به عبارتي بافت چربي پيراموني مرتبط مي‏باشد (45). بنابراين علاوه بر نقش تستوسترون، بالاتر بودن ميزان چربي زير جلدي در زنان نسبت به مردان مي‏تواند عاملي براي تفاوت ميزان لپتين در دو جنس باشد (46). ارتباط مستقل لپتين با توزيع چربي در بدن هنوز بدرستي مشخص نگرديده است.
در مجموع اين مطالعه نشان داد كه پايين بودن سطح تستوسترون سرم و بالا بودن غلظت سرمي لپتين در مردان با هم مرتبط بوده و سطح پايين تستوسترون سرم در چاقي بطور مستقيم و يا غير مستقيم نتيجه افزايش لپتين است. در اين مطالعه ارتباطي بين لپتين و توزيع چربي بدن مشاهده نگرديد و ارتباط معكوس بين غلظت SHBG سرم و WHR ممكن است ناشي از تاثير كل توده چربي بدن باشد.

تشكر و قدرداني
بدين وسيله از پروفسور Buemann B. و دكتر Vedrich C. بخاطر بهره‏مندي از راهنمايي آنان تشكر مي‎‏گردد. همچنين از همكاري تكنيكي ت. نيستاني قدرداني ميشود. اين مقاله بخشي از پايان نامه دورة دكتري تخصصي (Ph.D.) علوم تغذيه است كه در گروه تغذيه و بيوشيمي، دانشكده بهداشت دانشگاه علوم پزشكي و خدمات بهداشتي درماني تهران و با حمايت مالي آن دانشگاه انجام گرفته است.

 |+| نوشته شده در  چهارشنبه 7 مهر1389ساعت 2:49  توسط علی ف. نوجوان  | 

پروتئين هاي هورمون گير داخلي 
(Endogenous hormone-binding proteins)

اينگونه پروتئين هاي هورمون گير با غلظتهاي متفاوت در تمام سرم ها و پلاسما ها وجود داشته، مي توانند منشأ تداخل در سنجش هاي ايمني باشند. هم نوع و هم غلظت اين پروتئين ها تحت تأثير عوامل ارثي و اکتسابي قرار دارند. از ميان اين پروتئين ها آلبومين اهميت زيادي دارد چرا که هم بيشترين غلظت را داشته و هم به طيف وسيعي از آناليت ها از جمله هورمون ها متصل مي گردد. برخي از پروتئين هاي هورمون گير عبارتند از: 1) گلوبولين تيروکسين گير؛ 2) گلوبولين کورتيکواستروئيد گير؛ 3) گلوبولين گيرنده هورمون هاي جنسي؛ 4) آلبومين؛ 5) پره آلبومين؛ 6) ترا نسفرين
در سنجش هايي که ميزان تام هورمون مورد نظر است به منظور جلوگيري از اتصال هورمون هاي نشاندار و غير نشاندار اين پروتئين ها را از محيط عمل خارج نموده، يا با مهار کننده مانع اتصال به آنها مي شوند. در سنجش هاي تام جدا کردن تمام ليگاندهاي متصل به پروتئين هاي حامل، جلوگيري از اتصال مجدد آنها و نيز اتصال ليگاندهاي نشاندار به آنها ضروري است. اين کار به روش هاي مختلفي صورت مي پذيرد مانند:
1) استخراج با حلال (Solvent extraction) (در مورد مولکولهاي محلول در چربي مانند استروئيدها)
2) عوامل بازدارنده (Blocking agents) (در مورد هورمون هاي تيروئيدي و استروئيدي)
3) دناتوراسيون پروتئين هاي حامل توسط حرارت، pH، املاح و حلال هاي آلي و ... (در مورد استروئيدها، هورمونهاي تيروئيدي، سيکلوسپورين و پپتيدها)
4) استخراج تمايلي (Affinity extraction) (در کليه موارد)
همانطور که اشاره شد از دو روش کلي بهره گرفته مي شود
1) با انواع روش هاي دناتوراسيون جايگاه اتصال ليگاند روي پروتئين ها را تخريب مي کنند.
2) توسط عوامل مشابه ليگاند با غلظت بالاتر جايگاه هاي مربوطه را اشغال مي کنند. در اين حالت ليگاند نمي تواند به جايگاه اشغال شده متصل شود.
استفاده از ساليسيلات ها به عنوان عامل بازدارنده در سنجش هورمون هاي تيروئيدي مثالي در اين زمينه است. تغيير در برخي از پروتئين هاي حامل ويژه، تاثير شديدي بر نتيجه سنجش ها خواهد گذارد. مثلاً گزارشاتي مبني بر تداخل افزايش ميزان گلوبولين گيرنده هورمونهاي جنسي (SHBG= Sex hormone binding globulin) در سنجش تستوسترون و استراديول وجود دارد. چنانچه غلظت SHBG کمتر از 30 نانومول باشد غلظت تستوسترون مثبت کاذب خواهد بود و اگرغلظت SHBG بيشتر از 90 نانومول باشد غلظت تستوسترون بيش از 40 درصد منفي کاذب بدست خواهد داد. محققان علت اين تداخل را رقابت پروتئين هاي هورمون گير و آنتي بادي ها در اتصال و ايجاد تعادل با ليگاندهاي مربوطه مطرح کرده اند. تغييرات غلظت گلوبولين تيروکسين گير به دلايل ژنتيکي، متابوليکي و هر دو ممکن است. در برخي بيماري ها و نيز در موارد مصرف برخي داروها تغيير غلظت پروتئين هاي هورمون گير مشاهده مي شود. تغييرات TBG (Thyroxine binding globulin)، اندازه گيري و تفسير نتايج هورمون هاي تيروئيدي را تحت تأثير قرار مي دهد. براي غلبه بر اين مشکل دو استراتژي اتخاذ شده است:
1) اندازه گيري مستقيم هورمون آزاد
2) اندازه گيري پروتئين هاي حامل مربوطه و انجام تصحيح ميزان هورمون تام
مثلاً در مورد سنجش T4 تيروکسين مي توان ميزان تيروکسين آزاد FT4 را اندازه گيري کرد يا با اندازه گيري پروتئين هاي حامل آن در سنجش T-Uptake بر اساس ميزان T4 و T-Up ميزان (FTI ) thyroxine index را محاسبه کرد. خوشبختانه امروزه ابزار سنجش هاي ميزان تام هورمون ها، ليگاندها و ميزان آزاد آنها بطور رايج در دسترس مي باشند.
جهت سنجش ميزان آزاد ليگاند از دو روش ااصلي استفاده مي شود:
1) دياليز تعادلي (Equilibrium)؛ 2) آناليز مستقيم (Direct analysis)؛
در روش دياليز تعادلي ليگاند و پروتئين هاي حامل مربوطه در درون کيسه دياليز قرار مي کيرند. سپس در بيرون کيسه دياليز مثلاً حجم معادل داخل کيسه، بافر مربوطه اضافه مي شود. از کيسه دياليز فقط ليگاند آزاد خارج مي شود با برابري ميزان ليگاند آزاد در داخل و بيرون کيسه دياليز، تعادل مجدداً ميان ليگاند و پروتئين هاي حامل در درون کيسه برقرار مي شود. حال اگر بلافاصله از بيرون کيسه نمونه برداري شود و ليگاند اندازه گيري شود، چون پروتئين حامل نمي تواند از کيسه خارج شود در اصل فقط ميزان هورمون آزاد اندازه گيري خواهد شد. اين روش دقيق، ولي وقت گير است و خصوصاً در آزمايشگاه هاي تشخيصي با تعداد زياد نمونه عملاً امکانپذير نمي باشد. اما در روش آناليز مستقيم، از مشابه آناليت که قادر به اتصال به پروتئين حامل نمي باشد ولي توسط آنتي بادي شناسايي مي شود بهره مي گيرند. لذا در تعادل ليگاند و پروتئين حامل آشفتگي ايجاد نمي کند. صحت اين روش با اندازه گيري ليگاند در سرم هايي که بصورت ژنتيکي مثلاً بدون آلبومين (Analbuminemic) هستند، مشخص شده است زيرا با افزايش مقادير متفاوتي از آلبومين، ليگاند سنجيده شده بدون تغيير ارزيابي شده است. يکي ديگر از عوامل تداخل کننده، اسيدهاي چرب آزاد مي باشند که به علت تداخل در اتصال برخي ليگاندها مانند تيروکسين به پروتئين هاي حامل سبب سنجش ميزان کاذب هورمون آزاد مي شود. افزايش ميزان FFA سبب افزايش کاذب ميزان آزاد هورمون T4 مي گردد. به هر حال علي رغم اينکه حداقل ده سال از زمان معرفي کيت هاي سنجش گر هورمون آزاد مي گذرد اما بررسي عملکرد آنها توسط محققان ادامه دارد.

 |+| نوشته شده در  چهارشنبه 7 مهر1389ساعت 2:41  توسط علی ف. نوجوان  | 
به نظر میاد آنتی استروژن هائی  مثل  Chrysin   علاوه بر آنتی استروژن بودن بلوک کننده های مناسبی برای پروتئین SHBG میباشد .
یک ترکیبی هست با نام 5,7-dihydroxyflavone, Chrysin,
که به صورت قرص روسها chrysin sulfate مصرف می کنند ، شاید اگر کسی دسترسی داشته باشه بتونه برات تهیه کنه ،

یک شرکت داروسازی فرانسوی Negma هم اون رو تولید می کرد .

کلاً این تحقیقات قدیمیه سال 1998 فکر کنم و جواب قانع کننده ای نداد . اما فرمول C15H10O4
قابل دست یافتن برای بشر است . خالص ترین ترکیب باروری شده این محصول ساخت Negma است و ورزشکاران بی شماری از اون استفاده می کردند و در تمرینات سنگین قهرمانی جواب خوبی هم میداد .
الان یافت ها بسیار گسترده تر است و مواد دست یافته خطرناک تر ...
t-bombo
کارایی مکمل های زیر یکی هست؟اگر آره کدوم بهتره؟یک توضیح کامل بدید.
1-t bomb ii
2- a bomb
3-novedex gaspari

آن قدر دانستم که فهمیدم هیچ نمی دانم (ابو علی سینا)
 
 
 t-bomboطبق ادعای کمپانی سازنده سطح ستستترون رو تا 400% و تسح فری تستسترون را تا 285 % افزایشش میده.
از طرفی سطح استروژن رو تا 500% و سطح SHBG را تا 546% کاهش میده.
SHBG پروتیینی هست که به تستسترون متصل میشه و نمیزاره تستسترون یه گیرنده های آندروژن متصل بشه.
دو نتکه قابل توجه هست که اولا این عدد ها فقط در آزمایشگاه خود سازنده تایید شده و هیچ آزمایشگاه معتبری اونو تست نکرده.
دوم کمله UP TP که اول تمام درصد ها اومده . مثل حراج مغازه ها که میزنن UP TO 50% وقتی میری پول بدی میگن منظور تا 50% هست و اجناسی که شما انتخاب کردی فقط 5% تخفیف داره .

A-BOMB مخلوط چند آمینو اسید از جمله BCAA هست که با واسطه های چرخه کربس باند شدن به هدف جذب سریع تر و بهتر. خود کمپانی ادعا کرده این محصول باعث هایپرتروپی عضلانی میشه که تا 95% ادعای واهی و خیالی هست.

Novadex هم طبق ادعای سازنده سطح تستسترون رو بالا میبره و SHBG رو پایین میاره ولی اسامی شیمیایی موجود در ترکیباتش حداقل برای من شناخته شده نیست.
 
 
 
 T-BOMB
شرح:

T-BOMB11 تنها پروهورمون (پیش هورمون) بدون تستوسترون است که میزان هورمون‌های بدن را به حداکثر پتانسیل شان بهبود می دهد. این محصول با افزایش دادن سطح تستوسترون در بدن این کار را انجام می دهد و در نتیجه آن نسبت تستوسترون به استروژن را بیشتر کرده و باعث ایجاد یک حالت آنابولیک در بدن می شود. برخی از متخصصان پزشکی اظهار کرده اند که T-BOMBII باید یکی از توسعه دهنده ترین عناصر طبیعی باشد که می تواند سطح هورمون های بدن را اضافه کند. برخی از بدنسازان می گویند این مکمل تاثیری مساوی با استروئیدها دارد و تنها با این فرق که عوارض آنها را ندارد.

تاثیری مشابه با استروئیدها

1- افزایش ترشح و تولید طبیعی تستوسترون تا 400%

2- خنثی کردن SHBG و افزایش تستوسترون آزاد

افزایش تستوسترون تنها زمانی مفید است که در خون به عنوان تستوسترون آزاد جریان پیدا کند. SHBG یک پروتئین است که به تستوسترون می چسبد و آنرا بی تاثیر می سازد . T-BOMBII نه تنها مقدار SHBG را کاهش می دهد بلکه آنرا نابود میکند.

T-BOMBII

3- مانع از تبدیل تستوسترون به استروژن

متاسفانه ، زمانی که تستوسترون در بدن تولید می شود،تمام مقدار آن باقی نمی ماند . آنزیم aromatase مقداری از تستوسترون را به هورمون زنانه یعنی استروژن تبدیل می کند، هورمونی که در ذخیره شدن چربی ها،اقتباس تاثیر دارد و می‌تواند این موارد را تشدید کند.

در anti-aromatase T-BOMBII (ضد آنزیم فوق) وجود دارد که مانع از تبدیل تستوسترون به استروژن می گردد.

4- بلوکه کردن گیرنده های استروژن در بدن

در فرمول T-BOMB11 عناصری وجود دارد که باعث بلوکه شدن گیرنده های استروژن در بدن می شود و باعث می شود استروژن به گیرنده متصل نشود و در نتیجه تاثیری روی بدن نگذارد . با این فرمول قوی فقط و فقط تستوسترون در بدن حاکم می شود.

5- کاهش یافتن تبدیل تستوسترون به DHT

تستوسترون هم چنین می تواند به یک هورمون دیگر تبدیل شود به نام DHT ،که هورمونی است و از جمله عوارض جانبی آن تاسی و آکنه می باشد . T-BOBMII بدن را با موادی حیاتی تامین می کند تا از تبدیل شدن های تستوسترون به انواع دیگر جلوگیری شده و یا این موارد به حداقل برسد.علاوه برا این،به حداقل رساندن DHT که معمولا با تستوسترون برای گیرنده های آندروژن رقابت دارد،باعث می شود گیرنده های باز بیشتری برای دریافت تستوسترون وجود داشته باشند.

* T-BOMBII به مصرف دوره ای نیازی ندارد ، اما چنانچه تصمیم داشتید آنرا دوره ای مصرف کنید 8 هفته مصرف کنید سپس 4 هفته مصرف را قطع کنید.

T-BOMBII تقویت کننده عالی تستوسترون


اطلاعات تکمیلی::

Supplement Facts
Serving Size: 3 Tablets
Servings per container: 56
Amount Per Serving % Daily Value
Magnesium (as magnesium oxide) 15 mg 4%
Zinc (zinc aspartate) 25 mg 167%
Copper (as copper gluconate) 2 mg 100%
Optimone 5:
Five Phase Hormone Optimizing Blend: Tribulus terrestris (standardized at 40% furastanol saponins), Fenugreek 4:1 extract (6:1), tongkat ali 20:1 extract (root)(Eurycoma longifolia Jack), red clover extract (40% isoflavones), Chrysin, Kudzu root (Pueraria lobota)(40% isoflavones), DIM (diindolymethane), Avena sativa 10:1 extract (aerial parts), zinc (as zinc aspartate), Pygeum africanum extract (25% total sterol)(bark), stinging nettle leaf 4:1 extract, beta sitosterol, saw palmetto berry extract (90% total sterols & free fatty acids), Bioperine® (black pepper extract) 903 mg *
2Second Messenger Hormone Amplifiers:
Receptor Signal Transduction Blend: Flaxseed [fatty acid profile (linolenic 8.0%, linoleic 2.5%, oleic 2.5%)], glycine, L-arginine, magnesium oxide, dipotassium phosphate, DL-malic acid, L-methionine, cordyceps (Cordyceps sinensis), NADH 625 mg *
*Daily value not established.
وزن یا تعداد::

168 عدد
نام شرکت سازنده::

MHP

قیمت :1100000ریال
 
 |+| نوشته شده در  چهارشنبه 7 مهر1389ساعت 2:39  توسط علی ف. نوجوان  | 
وینسترول و عوارض آن
این دارو در فرمهای خوراکی و تزریقی عرضه میشود که در برخی کشورها با نام ژنریک استانوزولول (Stanozolol)نیز شناخته می شود که stanozolol در حقیقت ماده موثر آن است.
این دارو از پر مصرف ترین استروئیدهای جهان میباشد که استفاده کنندگان نوع تزریقی آنرا نسبت به نوع خوراکی بیشتر ترجیح می دهند و این موضوع دو دلیل اصلی دارد:
1-در نوع خوراکی بدلیل اینکه باید از دزهای بالا استفاده شود دچار دردهای شکمی میشوند.
2-قیمت بالای قرصهای وینسترول
البته در نوع خوراکی میتوان با مصرف روزانه X تاY میلی گرم در دو وعده مساوی صبح و عصر علاوه بر افزایش قدرت جذب از دردهای شکمی هم کاست و به همان نتیجه مطلوب رسید.
این دارو هم از مشتقات تستوسترون است و فقط برای مصارف دامپزشکی تهیه می شود.اثرات آندروژنیکی این دارو بسیار کم است و در دزهای بالا اثرات جبران ناپذیری روی کبد بر جای میگذارد.
احتباس آب و املاح با مصزف این دارو بندرت اتفاق می افتد و باعث ایجاد حجم عضلانی مطلوب و خشک و کاملا مانگار میشود.
این دارو بصورت قرصهای 2و5 میلی گرمی و آمپولهای 50mg/ml و 100mg/ml در بازار
موجود است.
 
شرح کامل:
 
وینسترول و استانوزول یک استروئید ترکیبی خیلی مشهور برای چرخه های مقطعی است .
در حالی که تعدادزیادی از مردم برای استفاده از دیانابول تلاش می کنند و یا حتی سعی می کنند برای چرخه های مقطعی از آنادرول ( anadrol ) استفاده کنند .
در حقیقت من هرگز از کسی استفاده از استانوزول را برای چرخه های مقطعی نشنیده بودام .
استانوزول یک دارو مقطعی است .افراد کمی برای استفاده از آن در چرخه های اصلی بحث خواهند کرد این دارو به معین یک ترکیب موثر برای آنمی نیست و بنابراین ، کسی می تواند به طور صحیح فرض کند که نقش آن در چرخه های اصلی خیلی محدود و کم است .
استفاده و کاربرد جدیدی برای وینسترول در هر چرخه یا دوره داروی می توان برای استفاده آن در دوزهای خیلی محدود به منظور کاهش shbg به کار برد .
یکی از ویژگی های وینسترول توانای آن برای کاهش shbg بیش از دیگر استروئیدهاست .
یک دوزه mgkg به طور قابل توجهی shbg را کاهش داد . که همین دوز می تواند به نوبت ، میزان تستوسترون را در بدن افزایش دهد .
هرچند که با 99% از استروئیدها ، با ید به یاد داشت که سطح هورمونی بدن شما تغییر خواهد کرد چنانچه با حرکت هر یک از اجزا ئ مکمل تستوسترون ( یعنی انجام یک آزمایش در یک دوره داروی شامل وینسترول ) .
این دارو برای جلوگیری از عدم کار غدد جنسی تضمین شده است .
اثرات جانبی وینسترول و استانوزول افزودن این دارو به چرخه ای داروی اصلی می تواند مشکل ساز باشد ، چنانچه استانوزول یک ترکیب 17aa است ، به این معنی که آن با اولین عبور کردن از کبد شما بدون از بین رفتن تغییر می کند این حالت از آن یک داروی فعال به وجود می آورد ، بنابراین بسیاری از مردم قرص های را انتخاب می کنند که هم از شرکت های داروی قابل دسترس هستند و هم از لابراتوارها .
متسفانه ، از آنجای که این داروی ترکیبی 17aa است در حقیقت کبد را زهرآگین می کند ، استانوزول دارای یکی از سمی ترین ترکیبات استروئیدی است .این حالت یعنی زهر آگین شدن کبد ، نتیجه اضافه کردن آن به چرخه دارویی اصلی است که می تواند مشکل ساز باشد .
به طور کلی یک چرخه دارویی اصلی را خیلی سنگین خواهد کرد ، و مقدار زیاد استفاده از آن باعث افزایش سمی شدن خواهد شد . این دارو همچنین دارای نتایج نا مطلوبی بر کلسترول است ، و مقدار6mgs از استانوزول را می توان برای کاهش hdl به 33% و افزایش LDL به 29% به کاربرد . بزرگ شدن قلب حتی در مقدارهای کم از این دارو می تواند مربوط به مصرف وینسترول با شد بنابراین ، تعداد زیادی از مردم از خوردن آنها به طور چرخه های دارویی خودداری می کند .
به طور کلی پذیرفته شده است که به علت سمی بودن استانوزول استفاده از آن را بایستی به 6 هفته محدود کرد افراد زیادی آن را برای 12 هفته بدون ایجاد هیچ گونه مشکلی مصرف کنند.
اثرات استفاده از وینسترول و استانوزول ،
به طور کلی افراد می گویند احساس خشکی در مفاصل شان در هنگام استفاده از این دارو دارند و همچنین رروی هم رفته این خشکی یک حالت مقدماتی به نظر می رسد این خشکی می تواند به علت اثر فشار اسمزی معکوس باشد ، البته این گمان است اماافراد احساس خشکی بیشتری در ناحیه ای که تزریق انجام می شود دارند .
گزارش های مختلف و زیادی در باره ای استحکام تاندون و استانوزول حتی در مجلات پزشکی وجو دارد برخی می گویند که تاندون ها را ضعیف می کند ، دیگران می گویند تاندون ها را قوی می کند ( و برخی هم از طریق اینترنت به وسیله معلم های زیادی شایعه می کنند که تاندون ها را به طور ناصاف متغیر قوی می کند ، به طوری که احتمال صدمه دیدن به آنها زیاد است ) . به همین علت ممکن است همین ضعف تاندون ها بهترین چیزی باشد که ورزشکاران دیگر از آن استفاده نکنند این دارو به طور معین نشان داده است که می تواند در بعضی بیماری های مزمن استخوانی با القای گلوکوکورتیکوئید مفید باشد همچنین دارای ویژگی ها تولید کلاژن تیزی می باشد .
اما با همه این مشکلات ، ورزشکاران مشکلات زیادی را با مفاصل شان تحمل کرده اند زیرا از استانوزول استفاده می کرداند .
چنانچه قبلا هم شرح داده شد این یک ترکیب منحصر به فرد است که هم به صورت تزریقی و هم به صورت دهانی در بازار قابل دسترس می باشد . حالت های هر دو شامل ترکیبات مشابه است اما تزریق این دارو نسبت به خوردن آن بهتر است ، بنابراین یکی می تواند روی هم همه برای این نوع ترکیبات خیالاتی داشته باشد .
تزریق آن نیز دارای مزایای جلوگیری از اولین عبور از طریق کبدتان هست پس لطفا کبد خودتون را تحت فشار قرار ندهید
 |+| نوشته شده در  چهارشنبه 7 مهر1389ساعت 2:28  توسط علی ف. نوجوان  | 

آن قدر دانستم که فهمیدم هیچ نمی دانم (ابو علی سینا)

کاربرد گزنه در درمان علائم هایپرپلازی خوش خیم پروستات(BPH)

هایپرپلازی خوش خیم پروستات(BPH) یکی از بزرگترین مشکلات ارولوژیک مردان است و در ۹۰% مردان بالای ۶۵ سال مشاهده میشود. علائم قسمت تحتانی سیستم ادراری ( LUTS) پدیده های بسیار شایعی در مردان مسن هستند و عمدتاً ناشی ازBPH میباشند. بزرگی پروستات میتواند موجب علائم انسدادی (مانند تخلیه ناکافی مثانه و کاهش جریان ادرار ) و علائم تحریکی ( مانند شب ادراری و تکرّر ادرار) شود. در مدیریت درمانی BPH عمدتاً از آنتاگونیست های رسپتورهای آلفا آدرنرژیک، مهارکننده های ۵- آلفا- ردوکتاز و داروهای گیاهی استفاده میشود. در اروپا ۸۰% داروهای تجویز شده در BPH را داروهای گیاهی تشکیل میدهند و عصاره میوه نخل ارّه ای [saw palmetto (Sabal serrulata, or Serenoa repens)] و عصاره ریشه گزنه ] [stinging nettle (Urtica dioica)بویژه از شهرت زیادی برخوردارند(۱).

فراورده های حاوی ریشه گزنه برای درمان علامتی اختلالات ادراری( سوزش ادرار، تکرّر ادرار، شب ادراری، احتباس ادراری) مراحل I و II ( بر اساس تعریف Alken 1973) و مراحل II و III ( بر اساس تعریفVahlensieck and Fabricius, 1996; Anonymous, 2003) هایپرپلازی خوش خیم پروستات توصیه شده اند. به نظر میرسد فیتواسترول ها، لیگنان ها، پلی ساکاریدها و لکتینUDA (Urtica dioica agglutinine) از اجزاء فعال ریشه گزنه هستند و در این میان ترکیبات فیتواسترول از اهمیت بسیارکمی برخوردارند زیرا در فراورده های تهیه شده از گزنه به میزان بسیار کمی وجود دارند (۰٫۰۱%>). از طرفی احتمالاً بعضی از ترکیبات اصلاً جذب نمی شوند یا حداقل جذب را دارند مانند -sitosterol β(۲).

مطالعات فارماکولوژیک

در مطالعات فارماکولوژیک متعدد مکانیسم های زیر برای تاثیر عصاره ریشه گزنه در بهبود علائم انسدادی BPH مطرح شده است:

۱- مواد مؤثره موجود در عصاره ریشه گزنه مانند لیگنانها با اتصال به گلوبولین متصل شونده به هورمون جنسی [Sex Hormone Binding Globulin (SHBG)] مانع از اتصال به گیرنده اش روی غشای غده پروستات می‌شوند(۳,۴).
۲- شواهد قوی وجود دارد که عصاره گزنه در روند تبدیل تستوسترون به استروژن ها مداخله نموده و آنزیم آروماتاز را مهار میکند(۵,۶).
۳- در دوزهای زیاد عصاره ریشه گزنه آنزیم ۵ – آلفا ردوکتاز را مهار میکند(۵,۶).
۴- عصاره ریشه گزنه با مهار آنزیم الاستاز لکوسیت فعالیت ضد التهابی خود را اعمال می کند(۲). ترکیبات استروئیدی موجود در عصاره خام ریشه گزنه، حرکت ماکروفاژها را به محل هدف تسریع و به اثرات ضدالتهابی دارو کمک می‌نمایند(۷).
۵- عصاره ریشه گزنه باعث مهار فعالیت آنزیم Na+ K+ ATPase و در نتیجه مهار متابولیسم و رشد سلولهای پروستات می‌شود(۷).
۶- عصاره ریشه گزنه پرولیفراسیون سلولی در بافت BPH را مهار میکند(۶).

تحقیقات بالینی

اولین گزارش موردی در ارتباط با اثرات مفید چای تهیه شده از ریشه گزنه، به گزارش Ruckle(1950) برمیگردد و در این گزارش اثر دیورتیک گزنه به عنوان یک عارضه جانبی ذکر گردیده است. از آن زمان تاکنون؛ در ۳۴ مطالعه بالینی تقریباً ۴۰۰۰۰ مرد مبتلا به BPH با فراورده های مختلف حاوی ریشه گزنه تحت درمان قرار گرفته اند. تعداد عوارض جانبی در همه مطالعات بیان نشده و به نظر میرسد تعداد واقعی عوارض جانبی بیش از ۶۹۹ گزارش (تقریباً ۲%) باشد که اکثراً مرتبط با دستگاه تناسلی ادراری است بویژه ناتوانی جنسی و کاهش میل جنسی(۲).

در ذیل به نمونه ای از بررسی های انجام شده اشاره میشود:

در یک کارآزمایی بالینی با کنترل پلاسبو روی ۷۹ بیمار مبتلا به BPH ، عصاره ریشه گزنه (۶۰۰ میلی گرم در روز از عصاره ۵:۱ برای مدت ۸-۶ هفته) در تمامی پارامترهای اندازه گیری شده ( جریان ادرار، حجم ادرار و ادرار باقیمانده) بر دارونما برتری داشت. در دیگر کارآزمایی مشابه، ۵۰ بیمار مبتلا به مراحل I و II هایپرپلازی خوش‌خیم پروستات که با عصاره ریشه گزنه ( ۶۰۰ میلی گرم در روز از عصاره ۵:۱ برای مدت ۹ هفته) درمان شده بودند، کاهش قابل توجه SHBG (p<0.0005) و اصلاح شایان توجه حجم ادرار و حداکثر جریان ادراری را نشان دادند(۶).
دریک کارآزمایی بالینی دو سو بیخبر چند مرکزی تصادفی،۵۴۳ مرد ۵۰ تا ۸۸ ساله مبتلا به مراحل اولیه BPH ( مراحل I و II سیستم طبقه بندی Alken ) با حداکثر جریان ادراری کمتر از ml/s 20 و حجم ادرار کمتر از ۱۵۰ میلی لیتر، از ترکیب عصاره میوه نخل اره ای و عصاره ریشه گزنه یا فیناستراید ( مهار کننده ۵ – آلفا ردوکتاز) استفاده نمودند. بعد از ۲۴ هفته؛ بر اساس نتایج تجزیه و تحلیل اطلاعات ۴۳۱ بیمار، نسبت به مقادیر اولیه متوسط حداکثر جریان ادرار در گروه مصرف کننده ترکیب عصاره میوه نخل ارّه ای و عصاره ریشه گزنه ml/s1.9 و در گروه مصرف کننده فیناستراید ml/s2.4 افزایش یافت و تفاوت قابل توجه آماری بین دو گروه درمانی مشاهده نشد.(p=0.52) محققین نتیجه گرفتند اثربخشی ترکیب عصاره میوه نخل ارّه ای و عصاره ریشه گزنه با اثر بخشی فیناستراید برابر است و ارتباطی با حجم پروستات ندارد. با این حال تحمل ترکیب عصاره میوه نخل ارّه ای و عصاره ریشه گزنه بهتر از فیناستراید بود لذا به عنوان انتخاب اول برای درمان مبتلایان به مراحل اولیه BPH توصیه شد(۸).

در یک کارآزمایی بالینی دو سو بیخبر تصادفی مقایسه ای متقاطع با کنترل دارونما؛ به منظور بررسی اثربخشی گزنه در بهبود علامتی علائم قسمت تحتانی سیستم ادراری ثانویه به BPH، ۶۲۰ بیمار بررسی شدند. ارزیابی بیماران با استفاده از نمره بین المللی علائم پروستات(IPSS)، حداکثر جریان ادرار(Qmax)، حجم ادرار باقیمانده پس از ادرار کردن(PVR)، آنتی ژن اختصاصی پروستات(PSA) ، میزان تستوسترون سرم و اندازه پروستات صورت گرفت. در پایان۶ ماه درمان؛ به بیمارانی که از ابتدا دارونما دریافت کرده بودند گزنه داده شد و هردو گروه درمان را تا ۱۸ ماه ادامه دادند. بر اساس نتایج این بررسی؛ ۵۵۸ بیمار (۹۰%) مطالعه را کامل نمودند (۹۱% در گروه گزنه و ۸۶% در گروه دارونما). در پایان ۶ ماه بررسی؛ ۸۱% از بیماران گروه گزنه و ۱۶% از بیماران گروه دارونما بهبود در علائم قسمت تحتانی سیستم ادراری را گزارش کردند(P<0.001). IPSS و Qmax در گروه گزنه بهبودی بیشتری نسبت به گروه دارونما داشت. در گروه گزنه IPSS از ۱۹٫۸ به۱۱٫۸ کاهش یافت در حالی که IPSS در گروه دارونما از۱۹٫۲ به ۱۷٫۷ رسید.(P=0.002) Qmax در گروه دارونما ml/s3.4 و در گروه گزنه ml/s8.2 افزایش یافت(P<0.05). PVR در گروه گزنه از مقدار اولیه ml 73 بهml 36 رسید(P<0.05) اما تغییر محسوسی در گروه دارونما دیده نشد. PSA و میزان تستوسترون سرم در هردو گروه بدون تغییر بود. در گروه گزنه کاهش نسبتاً کم در اندازه پروستات مشاهده گردید] از ۴۰٫۱ سی سی به ۳۶٫۳ سی سی که بوسیله سونوگرافی از طریق رکتوم (TRUS) اندازه گیری شد،[P<0.001. در پایان مطالعه در گروه دارونما هیچ تغییری در حجم پروستات دیده نشد. در پیگیری ماه هیجدهم فقط بیمارانی که درمان را ادامه داده بودند دارای متغییرهای درمانی مطلوبی بودند. عوارض جانبی در هیچیک از گروه ها مشاهده نشد. محققین نتیجه گرفتند، گزنه اثرات مفیدی در درمان علائم BPH دارد(۹).

اورتیدین

با توجه به اثرات مفید عصاره ریشه گزنه در برطرف نمودن علائم انسدادی مرحله I و II هایپرپلازی خوش خیم پروستات(BPH)، فراورده اورتیدین با اشکال دارویی قطره خوراکی و قرص روکشدار از عصاره ریشه گزنه و به منظور بهبود علائمی مانند تکرر ادرار، قطره قطره آمدن ادرار، معطل شدن هنگام ادرار کردن تهیه شده است. از قطره اورتیدین ۳ بار در روز هر بار ۴۰ قطره و از قرص اورتیدین ۲ بار در روز هر بار ۱ قرص بعد از غذا همراه با مقداری مایعات استفاده میشود.

توصیه میشود مصرف مکملهای آهن ۲-۱ ساعت از زمان مصرف اورتیدین فاصله داشته باشد. با مصرف مناسب مقادیر توصیه شده درمانی هیچگونه عارضه جانبی مشاهده نشده با این حال ممکن است بصورت اتفاقی شکایات خفیف گوارشی رخ دهد. گهگاه کاهش تشکیل ادرار و ندرتاً ادم نیز گزارش شده است(۵). لازم به ذکر است که مصرف بیش از حد اورتیدین همزمان با داروهای ضددیابت و داروهای مؤثر بر فشار خون می‌تواند ایجاد تداخل نماید. همچنین ممکن است اورتیدین اثر داروهای مضعف سیستم عصبی مرکزی را تشدید کند.

باید از مصرف فراورده های تهیه شده از گزنه در دوران بارداری اجتناب نمود. همچنین بهتر است از مصرف بیش از حد این فراورده ها در دوران شیردهی اجتناب گردد(۱۰).

دکتر رضا بخردی

بخش تحقیقات بالینی؛ واحد تحقیق و توسعه باریج اسانس

 |+| نوشته شده در  چهارشنبه 7 مهر1389ساعت 2:20  توسط علی ف. نوجوان  | 
زمینه و هدف: هورمون گونادوتروپین جفتی انسانی (hCG) به عنوان آگونیست هورمون LH بر روند اسپرماتوژنز و تعداد سلول‌های ژرمینال در مردان مؤثر است و کاربرد وسیعی در درمان ناباروری دارد. لذا هدف از این مطالعه بررسی اثرات دوزهای مختلف هورمون hCG بر تعداد سلول‌های ژرمینال و وضعیت آندروژنی در موش بود.
روش بررسی: در این مطالعه hCG با دوزهای مختلفی از IU50-5 به 18 موش در سه گروه‌ آزمایشی تزریق و 6 موش نیز به عنوان گروه کنترل انتخاب شد. این موشها به ترتیب 5، 10 و IU50 از hCG به صورت زیرپوستی در روزهای 15 و 25 از عمرشان دریافت کردند. سطح تستوسترون سرمی در روز 28 و 65 اندازه‌گیری گردید. در روز 65، یک بیضه از هر موش جهت آنالیز DNA به روش فلوسایتومتری (DNA Flow Cytometry) برداشته شد.
نتایج: در روز 28 از عمر موشها، میزان تستوسترون در گروه‌های آزمایشی در مقایسه با گروه کنترل با افزایش دوز hCG افزایش یافته بود که بیشترین میزان افزایش در گروه چهارم (IU50) مشاهده شد. برخلاف این حالت، در روز 65 میزان تستوسترون در گروه‌های آزمایشی که hCG بیشتری دریافت کرده بودند در مقایسه با گروه کنترل کاهش یافت. اختلاف معنی‌داری بین گروه کنترل و گروه‌های آزمایشی در روز 65 وجود نداشت. در روز 65، موش‌های گروه 3 و 4 کاهش معنی‌داری در تعداد سلول‌های هاپلوئید در مقایسه با گروه‌های دیگر نشان دادند.
نتیجه‌گیری: نتایج این تحقیق نشان داد که تولید تستوسترون در بیضه موش‌های نابالغ به دنبال تزریق hCG افزایش می‌یابد و میزان آن با افزایش میزان hCG تزریقی نسبت مستقیم دارد. همچنین، با گذشت زمان و کاهش سطح hCG تحریک سلول‌های لایدیگ متوقف شده و در نتیجه سطح تستوسترون کاهش می‌یابد که این کاهش در موش‌هایی که قبلاً دوز بالاتری از hCG را دریافت کرده‌اند بیشتر است. بدین ترتیب برای تولید تستوسترون توسط بیضه موش‌های نابالغ، تحریک مداوم سلول‌های لایدیگ توسط هورمون hCG ضروری است.

زمينه و هدف
هورمون hCG متعلق به خانواده هورمون‌هاي گليكوپروتئيني شامل TSH، LH، FSH و -hCGβ است (1). اين هورمونها از دو زنجيرة α و β تشكيل يافته‌است كه زنجيرة α در هر چهار هورمون 100% مشابه بوده و زنجيرة β هورمون hCG نيز شباهت زيادي با اين هورمونها دارد؛ به‌طوريكه ميزان تشابه زنجيرة β بين hCG و LH بيش از 90% است (1). بدليل اين تشابه و سهولت تخليص و جداسازي هورمون hCG از ادرار زنان باردار، امروزه hCG به فرم دارويي به عنوان جايگزين مناسبي براي LH در دسترس مي‌باشد (2،1). بنابراين hCG در موارد متعددي از جمله جهت ايجاد LH Surge مصنوعي و آزاد شدن تخمكها در روش‌هاي ART توسط پزشكان تجويز مي‌شود (3). همچنين اين هورمون براي تحريك ترشح تستوسترون توسط سلول‌هاي لايديگ مردان مبتلا به اختلالات اسپرماتوژنز تجويز مي‌گردد. علاوه بر اين، اين هورمون در بيماران مبتلا به كم كاري هيپوتالاموسي و هيپوگنادي هيپوتالاموسي به همراه داروي hMG براي تحريك توليد هورمون‌هاي جنسي و قدرت باروري مورد استفاده قرار مي‌گيرد.
با توجه به شيوع زياد 5/1-1% نهان‌بيضگي در كودكان تازه متولد شده (4)؛ پس از انتقال بيضه از حفرة شكم به داخل كيسة بيضه، براي تحريك توليد تستوسترون و روند اسپرماتوژنز نيز از هورمون hCG به ميزان زيادي استفاده مي‌شود. در اين راستا هورمون گونادوتروپين جفتي انساني (hCG) به تنهايي (8-5) يا به صورت تركيب با ديگر هورمونها (10،9) كاربرد دارد. در افراد دچار نهان‌بيضگي با توجه به سن پايين زمان انجام عمل جراحي و عدم وجود هورمون hCG به طور فيزيولوژيك در بدن بيمار، احتمالاً اين هورمون بيش از حد مصرف مي‌شود كه مي‌تواند اثرات گسترده‌اي در تحريك يا مهار رشد سلول‌هاي ژرمينال يا ساير سلول‌هاي بافت بيضه و يا فعال نمودن روند آپوپتوز در اين سلولها داشته باشد و پرداختن به آنها و آگاهي از اين اثرات مي‌تواند در كاربرد آگاهانه‌تر اين هورمون در بيماران مؤثر باشد.
بررسي مولكولي روند آپوپتوز در بيضه موش صحرايي نشان دهندة وجود مرگ سلول‌هاي ژرمينال طي فرآيند مرگ برنامه‌ريزي شده سلول مي‌باشد (12،11). علاوه بر اين، در بيضه آپوپتوز تحت تأثير هورمون‌هاي آندروژني و گونادوتروپينها تنظيم مي‌شود (13-11). از ديدگاه هسيتولوژيكي، واكنش‌هاي التهابي و تغييرات عروقي در بيوپسي بيضه انسان پس از تزريق hCG و نيز در حيوانات گزارش شده است (17-14). افزايش آپوپتوز سلول‌هاي ژرمينال يك تا چهار هفته پس از درمان با hCG در پسران نهان بيضه گزارش شده است (19،18)، كه در بزرگسالي بر عملكرد توليدمثلي آنها تأثير منفي خواهد داشت (19). در اين مطالعه، تأثير طولاني مدت دوزهاي مختلف hCG بر سطح تستوسترون و تعداد سلول‌هاي ژرمينال هاپلوئيد بيضه در موش مورد بررسي قرار گرفته است.
در سال 2003 مطالعه‌اي در رابطه با اثر hCG روي سطح تستوسترون و تعداد سلول‌هاي ژرمينال در موش صحرايي انجام شده است (20)؛ اما اثرات كوتاه و بلند مدت ناشي از قطع تزريق hCG بر وضعيت سلول‌هاي ژرمينال، تكثير و بلوغ سلولي و ترشح تستوسترون در موش مطالعه نشده است و لذا مطالعه حاضر اين هدف را در موش مورد بررسي قرار مي‌دهد. علاوه بر اين، اثرات طولاني مدت اين هورمون روي تكثير سلول‌هاي ژرمينال نسبت به دوزهاي مختلف از hCG در بيضه موش بررسي شده است.

روش بررسي
گـروه‌بندي حيوانات:24 موش از نژاد C57BL/6 با سن 15 روز انتخاب و به چهار گروه (يك گروه كنترل و سه گروه آزمايشي) مساوي تقسيم شدند. اين حيوانات از مؤسسه پاستور (تهران، ايران) تهيه شده و در شرايط مناسب در حيوانخانه پژوهشكده ابن‌سينا تحت شرايط بدون محدوديت آب و غذا نگهداري شدند. به گروه‌هاي 2، 3 و 4، دوزهاي مختلف hCG به ترتيب IU 5، 10 و50 به صورت زيرپوستي در روزهاي 15 و 25 از عمر موشها تزريق گرديد. در اين تحقيق، با توجه به دوزهايي از hCG كه براي درمان كودكان نهان‌بيضه استفاده مي‌شود (8-5)، براساس وزن نمونه، معادل دوز مورد استفاده در درمان نهان‌بيضگي، دوز مورد نياز 4 گروه موشها محاسبه و تزريق شد. جهت تشابه روش تحقيق به تزريق چند مرحله‌اي در روش‌هاي باليني، در اين مطالعه دو تزريق به فاصله زماني 10 روز (در روزهاي 15 و 25 عمر موش) مورد استفاده قرار گرفت.
براي اندازه‌گيري سطح تستوسترون سرمي در روز 28 و 65، موشها با زايلازين (mg/kg64/0) (Alfasan, Netherland) و كتامين (mg/kg20) (Alfasan, Netherland) بيهوش شده و سلول‌هاي بيضه براي آناليز DNA به روش فلوسايتومتري آماده گرديد.
اندازه‌گيري سطح تستوسترون و ارزيابي فلوسايتومتري: سطح تستوسترون سرمي با استفاده از كيت راديوايمونواسي (RIA) (Immunotech, France) اندازه‌گيري شد. جهت آناليز DNA به روش فلوسايتومتري، بافت بيضه تازه برداشت شده و از تونيكا آلبوژينه جدا گرديد و سپس در بافر فسفات ايزواسمولار (PBS) قرار داده شد. به روش مكانيكي با استفاده از تيغ جراحي تا حد ممكن قطعات بافتي و لوله‌هاي مني‌ساز خرد گرديد و جهت حذف بقاياي سلولي، دو بار با PBS شسته شد. پس از سانتريفيوژ و دور ريختن مايع فوقاني، رسوب حاصل در l2/0 PBS به مدت 10 ثانيه ورتكس گرديد. ضمن ورتكس نمودن، حدود ml1 اتانول 70% بسيار سرد به صورت قطره قطره به رسوب اضافه شد و در نهايت به مدت يك شب در دماي C4 تثبيت شد. سپس نمونه‌ها مدت كوتاهي (30 ثانيه) ورتكس شدند و به مدت 10 دقيقه با سرعت rpm 3000 سانتريفيوژ و محلول فوقاني دور ريخته شد. از آنجا كه مقداري اتانول باقي‌مانده در ميكروتيوب نبايد بيشتر از ml2/0 باشد، سلول‌هاي رسوب كرده مجدداً در محلول باقي مانده از اتانول ورتكس شدند. حدود ml1-5/0 محلول رنگ آميزي پروپيديوم آيودايد (PI) (Sigma, USA) به هر ميكروتيوب اضافه و ورتكس شد. اين محلول شامل ml5/8 بافر رنگ‌آميزي (BSA 1/0% در PBS)، ml1 RNAase 1/0% و ml5/0 محلول ذخيره PI (mg/ml1) بود. ميكروتيوبها به مدت 30 دقيقه در دماي اتاق و در تاريكي انكوبه شد. پس از انتقال حدود ml1 از سوسپانسيون حاصل در لوله‌هاي مخصوص دستگاه فلوسايتومتر، هيستوگرام‌هاي DNA با استفاده از دستگاه فلوسايتومتر (Becton-Dickinson, USA) بدست آمد. سپس داده‌هاي حاصل با استفاده از نرم افزار Cell Quest آناليز گرديد.
ارزيابي آماري: آناليز آماري با استفاده از نرم افزار SPSS نسخه 5/11 انجام شد. آزمون كروسكال‌ـ واليس جهت مقايسه همزمان گروهها با يكديگر و من‌ويتني جهت مقايسه هر گروه با گروه كنترل به كار گرفته شد و ميزان 05/0p< از لحاظ آماري معني‌دار فرض شد.

نتايج
براساس نتايج حاصل از اين تحقيق، سطح تستوسترون در روز 28 در گروه‌هاي آزمايشي در مقايسه با گروه كنترل، با افزايش دوز hCG افـزايش يافت كه بيشتـرين ميزان مربوط به گروه 4 بود (جدول 1). تنها تفاوت بين گروه 4 (بالاترين دوز) و گروه كنترل از لحاظ آماري معني‌دار بود. برخلاف روز 28، نتايج حاصل از روز 65 نشان داد كه سطح تستوسترون با افزايش دوز hCG در گروه‌هاي مختلف در مقايسه با گروه كنترل كاهش مي‌يابد. بنابراين گروه 4 حداقل سطح تستوسترون را دارا بود (جدول 1). تفاوت بين هر گروه با گروه كنترل در روز 65 از لحاظ آماري معني‌دار نبود.
مقايسه چهار گروه با يكديگر در روز 28 و 65 از لحاظ آماري تفاوت معني‌داري را نشان داد. آناليز DNA به روش فلوسايتومتري نشان داد كه سلول‌هاي ژرمينال در گروه‌هاي آزمايش در مقايسه با گروه كنترل در روز 65 به طور مشخصي كاهش مي‌يابد و گروه‌هاي 3 و4 كاهش چشمگيري نسبت به گروه كنترل در تعداد سلول‌هاي هاپلوئيد خود نشان مي‌دهند (جدول 2) و چهار گروه با هم از لحاظ آماري تفاوت معني‌داري را دارا مي‌باشند. اين نتايج نشان مي‌دهد كه تزريق پي‌در‌پي hCG در زمان قبل از بلوغ به موشها، حتي در دوزهاي بسيار كم، باعث كاهش سطح تستوسترون در زمان بلوغ مي‌شود. علاوه براين، تعداد سلول‌هاي هاپلوئيد بيضه نيز بوسيله دوزهاي زياد hCG، به همين گونه تحت تأثير قرار گرفته و كاهش مي‌يابند. واژه‌هاي «زياد» و «كم» به دوزهاي مورد استفاده در اين مطالعه اشاره دارد.

بحث
مطالعات گذشته روي تغييرات هيستولوژيكي بيضه نشان مي‌دهد پس از تزريق hCG به فرد نهان‌بيضه، واكنش التهابي در بيضه به وقوع مي‌پيوندد. اگرچه اين تغييرات برگشت‌پذير است، برخي تغييرات مانند افزايش تراكم عروقي پابرجا خواهند ماند (6،5). برخي محققان اعلام كرده‌اند كه درمان با hCG تغييرات محسوس و گاهي مضري را در بخش‌هاي مختلف بيضه بوجود مي‌آورد (14). با اين حال هنوز صدمات برگشت‌ناپذير به‌خوبي شناخته نشده‌اند. برخي مطالعات تأثير درمان با hCG روي باروري آينده را بررسي نموده‌‌اند. افزايش آپوپتوز سلول‌هاي ژرمينال در بيضه انسان نهان‌بيضه پس از درمان با hCG مشاهده شده است (19،18) و بيماران نهان‌بيضه درمان شده با hCG پس از بلوغ حجم بيضه كوچكتري دارند (20،19). همچنين در يكي از اين مطالعات مشخص شده است كه اسپرم بيماران درمان شده با hCG نسبت به بيماران درمان نشده از كيفيت پايين‌تري برخوردار است (19). به جز اين گزارشات، اطلاعات كمي در مورد تأثير طولاني مدت پس از قطع تزريق hCG بر تعداد سلول‌هاي ژرمينال بيضه و توليد آندروژنها وجود دارد. فاكتورهاي مختلفي (نظير سن در زمان جراحي و موقعيت بيضه) كه بر تكامل سلول‌هاي ژرمينال در افراد نهان بيضه‌ تأثير دارند و همچنين مدت زمان طولاني لازم جهت پيگيري اين اثرات، بررسي تأثير طولاني مدت hCG در افراد نهان‌بيضه را مشكل نموده است.
در مطالعه حاضر از مدل موشي استفاده و نشان داده شد كه به دنبال تزريق hCG با دوزهايي قابل قياس با دوزهاي باليني و سپس قطع اين تزريق، تعداد سلول‌هاي ژرمينال و توليد آندروژن ابتدا افزايش و در مدت طولاني‌تر (40 روز پس از آخرين تزريق) كاهش مي‌يابد. بنابراين تا چند روز پس از تزريق hCG رابطه مستقيم بين تزريق hCG و افزايش تستوسترون به چشم مي‌خورد. با گذشت زمان و كاهش سطح hCG، تحريك سلول‌هاي لايديگ متوقف و در نتيجه سطح تستوسترون كاهش مي‌يابد كه اين كاهش در موش‌هاي دريافت‌كننده دوز بالاتري از hCG بيشتر است. بدين ترتيب براي توليد تستوسترون توسط بيضه موش‌هاي نابالغ، تحريك مداوم سلول‌هاي لايديگ توسط هورمون hCG ضروري است. از اينرو تزريق hCG به موش نابالغ اثرات دوگانه‌اي دارد. بدين ترتيب در مدت كوتاهي پس از تزريق hCG به دليل تحريك سلول‌هاي لايديگ و ترشح مضاعف تستوسترون، سطح تستوسترون سرمي افزايش مي‌يابد اما در مدت طولاني‌تر پس از تزريق hGC، سطح تستوسترون كاهش مي‌يابد، چرا كه افزايش تستوسترون فيدبك منفي بوجود آورده و تأثير مهاري بر محور هيپوفيزـ هيپوتالاموس دارد و باعث كاهش سطح آندروژني شده و در نهايت تعداد سلول‌هاي ژرمينال را نيز كاهش مي‌دهد. تزريق hCG توليد آندروژن را در بيضه نابالغ تحريك مي‌كند. با حذف تزريق hCG ، عامل تحريكي براي سلول‌هاي لايديگ وجود ندارد؛ لذا توليد آندروژن متوقف شده و باعث كاهش شديد آندروژن مي‌شود كه در نهايت اين كاهش احتمالاً ميزان آپوپتوز سلول‌هاي ژرمينال را افزايش مي‌دهد (22).
در اين مطالعه همچنين نشان داده شد كه كاهش ترشح تستوسترون به دنبال حذف اثر تزريق hCG در سطوح قابل مقايسه با دوزهاي باليني، اثرات معكوسي بر جمعيت سلول‌هاي ژرمينال بيضه دارد. آناليزDNA به روش فلوسايتومتري تكنيكي سريع و حساس بوده كه مي‌توان بدينوسيله بلوغ سلول‌هاي ژرمينال را بررسي نمود (34). در مطالعه حاضر ضمن بلوغ موشها، تعداد سلول‌هاي هاپلوئيد افزايش يافته كه با كاهش همزمان در سلول‌هاي ديپلوئيد همراه بود. بنابراين كاهش معني‌داري در جمعيت سلول‌هاي هاپلوئيدي پس از بلوغ موشها در گروه 3 و4 نسبت به گروه كنترل به چشم مي‌خورد كه احتمالاً معرف از بين رفتن سلول‌هاي ژرمينال است.
اثراتي را كه hCG در مدت كوتاهي پس از تزريق بر سطح تستوسترون اعمال مي‌كند قبلاً در موش صحرايي و انسان گزارش شده است (33-31). افزايش وابسته به دوز ميزان تستوسترون سرمي، سه روز پس از آخرين تزريق hCG كه در اين مطالعه مشاهده شد اين گزارشات را تأييد مي‌كند. اما اطلاعات چنداني در مورد اثرات hCG در مدت طولاني‌تر پس از قطع تزريق قبل از بلوغ بر توليد آندروژن در دسترس نيست. در مطالعات انجام شده روي انسان، مشاهده شد كه با افزايش ميزان هورمون FSH در افراد بالغي كه در زمان كودكي تحت درمان با hCG جهت رفع نهان‌بيضگي قرار گرفته‌اند سطح تستوسترون طبيعي باقي مي‌ماند (19). در اين مطالعه عليرغم اينكه از لحاظ آماري اختلاف بين گروهها در روز 65 معني‌دار نبود، اما نتايج حاصل از آناليز DNA به روش فلوسايتومتري كاهش تعداد سلول‌هاي ژرمينال هاپلوئيد را نشان مي‌دهد، كه اثرات كاهش‌دهنده سطح تستوستروني ناشي از تزريق hCG را اثبات مي‌كند. اين اثر وابسته به دوز بوده كه بالاترين دوز، تأثير كاهشي بيشتري دارد. اين يافته، كارايي تزريق hCG در كودكان مبتلا به نهان بيضگي را زير سئوال مي‌برد. بررسي بيشتر در اين زمينه ضروري به نظر مي‌رسد.
براساس آناليزهاي مورفولوژيك، كاهش سلول‌هاي ژرمينال در طي اسپرماتوژنز تقريباً از يك قرن پيش شناسايي شده است (23). اين كاهش در طي اسپرماتوژنز طبيعي باعث كاهشي در حدود 75% تعداد سلول‌هاي بنيادي در بيضه بالغ مي‌شود (26-24).
در موش صحرايي، بيشترين كاهش سلول‌هاي ژرمينال در سه مرحله مجزاي اسپرماتوژنز يعني در طي تقسيمات ميتوزي اسپرماتوگوني‌هاي تيپ A، در طي تقسيمات ميوزي اسپرماتوسيتها و در طي اسپرميوژنز ديده مي‌شود (25).
عملكرد ايده آل بيضه بوسيله FSH و آندروژن‌هاي درون بيضه‌اي كه در اثر تحريك هورمون لوتئينيزه القاء مي‌شوند، حمايت مي‌شود. برداشتن هيپوفيز يا خنثي‌سازي گونادوتروپين‌هاي در گردش، تخريب سلول‌هاي اسپرماتوژنيك را افزايش مي‌دهد (29-27). علاوه براين، برخي از يافته‌‌ها نشان مي‌دهند كه كاهش سطح تستوسترون سرمي باعث ايجاد آپوپتوز در سلول‌هاي ژرمينال بيضه خصوصاً سلول‌هاي هاپلوئيد مي‌شود (30). از آنجا كه سطح تستوسترون سرمي طي دو بار تزريق hCG افزايش يافته و به دنبال آن پس از گذشت چند هفته به شدت كاهش مي‌يابد (31)، مي‌توان گفت كه احتمالاً اين كاهش باعث افزايش آپوپتوز در سلول‌هاي ژرمينال پس از تزريق hCG شده كه عمدتاً به دليل حذف اثر آندروژني است.

نتيجه‌گيري
در انسان تغييرات ناشي از تزريق hCG حين نزول طبيعي بيضه به داخل اسكروتوم نيز نشان داده شده است. در اين مطالعه، موشها بيضه‌هاي طبيعي داشته و نهان‌بيضه نبودند كه نشان‌دهنده تأثير منفي تزريقات hCG است. اين نكته بايد هنگام استفاده از hCG جهت نهان‌بيضگي مورد توجه واقع شود؛ چرا كه ممكن است باروري را در كودكاني كه از قدرت باروري خوبي برخوردارند تحت تأثير نامطلوب قرار دهد. اثرات تزريق hCG قبل از بلوغ بر تعداد سلول‌هاي ژرمينال و توليد آندروژن در بيضه موش بالغ وابسته به دوز است. حتي تزريق دوزهاي پايين از hCG قبل از بلوغ باعث كاهش توليد آندروژني پس از بلوغ مي‌شود. دوز بالاي hGC به طور مشخص درصد سلول‌هاي ژرمينال هاپلوئيد در بيضه موش را كاهش مي‌دهد. از آنجا كه به موش hCG انساني تزريق گرديده است، به دليل اينكه ممكن است سيستم ايمني موش را نسبت به اين تركيب فعال نمايد، تحقيقات بعدي نيز در اين زمينه ضروري به نظر مي‌رسد. همچنين نحوه اثر و تكامل سيستم هيپوفيز- هيپوتالاموسي بر سلول‌هاي لايديگ و ترشح تستوسترون نيز بايد مشخص گردد. در تحقيقات آينده مي‌توان تزريق LH را جايگزين hCG كرد و نحوه اثرات آن را نيز بررسي نمود. همراه نمودن تزريق hCG و يا LH با FSH يا استراديول نيز مي‌تواند بر تسريع روند اسپرماتوژنز بدون افزايش آپوپتوز مورد بررسي قرار گيرد. در نهايت اينكه با توجه به اطلاعات قبلي و نتايج اين تحقيق، پيشنهاد مي‌شود استفاده از hCG در كودكان نهان‌بيضه خصوصاً در مورد ميزان دوز آن مورد ارزيابي‌هاي مجدد قرار گيرد.

 |+| نوشته شده در  سه شنبه 22 تیر1389ساعت 2:19  توسط علی ف. نوجوان  | 
زمینه و هدف: فیناسترید یک ترکیب 4 آزا استروئید است که به‌طور کاملاً اختصاصی و رقابتی، آنزیم درون سلولی 5- آلفا ردوکتاز نوع II، عامل تبدیل تستوسترون به دی‌هیدروتستوسترون (DHT)، را مهار می‌کند. این دارو تقریباً برای درمان تمام اختلالات مربوط به افزایش DHT مانند هیپرپلازی خوش‌خیم پروستات، ریزش مو با منشأ آندروژنی در مردان، پرمویی، آکنه و سبوره تجویز می‌شود. از آنجا که داروی فیناسترید مصرف بالایی در میان مردان دارد و در تعدادی از آنان عوارضی مانند کاهش میل جنسی، اختلالات نعوظی، اختلال در انزال، ژنیکوماستی و سرطان پروستات گزارش شده‌است، در پژوهش حاضر اثرات مقادیر مختلف این دارو بر تعداد سلول‌های اسپرماتوگونی، اسپرماتوسیت اولیه، سرتولی و بینابینی در موش صحرایی مورد بررسی قرار گرفت.
روش‌ بررسی: تعداد 40 سر موش صحرایی نر بالغ از نژاد Sprague-Dawley به 5 گروه هر گروه دارای 8 سر شامل گروه کنترل (بدون تجویز ماده‌)، گروه شاهد (با تجویز آب مقطر) و سه گروه تجربی با تجویز مقادیر روزانه mg/kg BW100، 50 و 25 دارو تقسیم شدند. تجویز دارو به صورت خوراکی و طی مدت 32 روز انجام گرفت. تغییرات مربوط به تعداد سلول‌های اسپرماتوگونی، اسپرماتوسیت اولیه، سرتولی و بینابینی، در نرم‌افزار SPSSوارد و سپس با استفاده از آزمون‌هایDuncan ، Tukey، ‍t-test و ANOVA مورد مقایسه و بررسی قرارگرفت. 05/0p به عنوان سطح معنی‌داری در نظر گرفته شد.
نتایج: براساس نتایج حاصل، مصرف فیناسترید باعث کاهش معنی‌دار تعداد سلول‌های اسپرماتوگونی در گروه‌های مصرف کننده مقادیر mg/kg BW100 و 50 دارو و همچنین کاهش تعداد سلول‌های اسپرماتوسیت اولیه در گروه مصرف‌کننده mg/kg BW50 دارو شد (05/0p). تعداد سلول‌های سرتولی در هیچ‌کدام از گروه‌های تجربی، تغییر معنی‌داری را نسبت به گروه کنترل نشان‌ نداد؛ اما افزایش معنی‌داری در تعداد سلول‌های بینابینی در گروه‌های دریافت‌کننده دارو مشاهده شد. این دارو همچنین تغییر قابل ذکری در تراکم انواع سلولها و تغییر در میزان رنگ‌پذیری سیتوپلاسم و هسته سلول‌های اسپرماتوگونی ایجاد ننمود.
نتیجه‌گیری: بنابر نتایج این مطالعه، مصرف داروی فیناسترید باعث کاهش معنی‌دار تعداد سلول‌های اسپرماتوگونی و اسپرماتوسیت اولیه و افزایش معنی‌دار تعداد سلول‌های بینابینی می‌شود؛ اما بر خصوصیات بافتی بیضه و تولید اسپرم
اثر نمی‌گذارد. بنابراین به نظر می‌رسد مصرف کوتاه مدت فیناسترید در باروری مردان تأثیر قابل ملاحظه‌ای نداشته باشد.

 

زمينه و هدف
تستوسترون به عنوان مهم‌ترين هورمون آندروژن، در تكامل و تكثير سلول‌هاي ژرمينال و تمايز اسپرماتيدهاي گرد به اسپرماتيدهاي كشيده، نقش اساسي را ايفا مي‌كند (1،2).
تستوسترون در برخی از بافت‌هاي هدف آندروژنها، مي‌تواند به دي‌هيدروتستوسترون (DHT) ، با توانايي بيشتر تبديل شود. تستوسترون و DHT مي‌توانند باعث بروز سرطان، هيپرپلازي خوش‌خيم پروستات، ريزش موي سر مردانه، پرمويي بدن، تغييرات پس از بلوغ در پسران و آكنه شود (3). DHT همچنين نقشي مهم در كنترل فيدبكي GnRH و گنادوتروپينها دارد و از اسپرماتوژنز حمايت مي‌كند (3). دي‌هيدروتستوسترون فعال‌ترين هورمون آندروژن‌ در بدن است (3)؛ اما هنوز عملكرد روشني براي DHT حاصل از تستوسترون، در پديده اسپرماتوژنز و بلوغ اسپرم مشخص نشده است (4). تبديل تستوسترون به دی هيدروتستوسترون تبديلي غيرقابل برگشت است كه به‌وسيله آنزيم 5- آلفا ردوكتاز كاتاليز مي‌شود. اين آنزيم داراي دو ايزوفرم 1 و 2 است كه به وسيله دو ژن متفاوت كد مي‌شوند. آنزيم نوع 2 در اندام‌هاي توليدمثلي جنس نر بيش از نوع 1 بیان مي‌شود (5،6). فيناستريد مهار‌كننده‌اي رقابتي و اختصاصي براي آنزيم 5 آلفاردوكتاز نوع II است كه تبديل تستوسترون به دي‌هيدروتستوسترون را مهار مي‌كند (7،8). بنابراين باعث افزايش تستوسترون و كاهش DHTمي‌شود. اين دارو همچنين مي‌تواند باعث افزايش LH به ميزان 2تا 3 برابر طبيعي و هيپرپلازي و آدنوما در سلول‌هاي بينابيني بيضه شود (3). مصرف اخير و فراوان اين دارو براي درمان هيپرپلازي خوش‌خيم پروستات و ريزش مو با منشأ آندروژني در مردان، كه باعث كاهش DHT در اندام‌هاي توليدمثلي به‌خصوص در بيضه و فرآيند اسپرم‌سازي مي‌شود (9) منجر به ارزيابي اين اثرات در پژوهش اخير شد.

روش‌ بررسي
در اين پژوهش، 40 سر موش صحرايي نر بالغ از نژاد Sprague-Dawley با وزن تقريبي g3/491/205 و سن 3-5/2 ماه، به صورت تصادفي در پنج گروه، هر گروه شامل هشت سر موش صحرایی، تقسيم و از شرايط نوري 12 ساعت روشنايي (7 صبح تا 7 بعدازظهر) و12 ساعت تاريكي (7 بعدازظهر تا 7 صبح) برخوردار شدند. حيوانات گروه كنترل هيچ‌ ماده‌اي دريافت نكردند؛ گروه شاهد روزانه ml4 آب مقطر به صورت دهاني دريافت مي‌كردند؛ سه گروه آخر روزانه به ترتيب 25، mg/kg50 و 100 به ازاء وزن بدن، فيناستريد (Merck, Germany) محلول در ml4 آب مقطر به صورت دهاني دريافت ‌كردند. پس از گذشت دوره آزمايش (32 روز)، حيوانات تحت بيهوشي خفيف با اتر (Merck, Germany) قرارگرفتند، بيضه‌ها با دقت برداشته شد و به مدت 18 ساعت در محلول بوئين40% تثبيت گرديد. پس از آن در محلول‌هاي الكلي (شركت جهان الكل اراك، ايران) با غلظت‌هاي متفاوت 50%،70%، 90%، 96% و 100% به‌ترتيب به‌مدت 2، 2، 2، 2و 5/1 ساعت پاساژ داده شدند. در مرحله بعد، نمونه‌هاي بافتي در پارافين (Merck, Germany) قالب‌گيري، مقطع‌گيري و با روش هماتوكسيلين‌ـ ائوزين رنگ‌آميزي و سپس توسط ميكروسكوپ نوري مورد ارزيابي قرار گرفت. به منظور شمارش سلول‌هاي اسپرماتوگوني، اسپرماتوسيت اوليه، سرتولي و بينابيني، از هر گروه 50 مقطع عرضي بيضه مورد بررسي ميكروسكوپي قرار گرفت. در ابتدا اسلايدهاي مربوط به گروه كنترل و سپس گروه شاهد و گروه‌هاي تجربي مورد مطالعه قرار گرفت. در هر گروه، از ميان لوله‌هاي اسپرم‌ساز، 12 مقطع عرضي لوله كه از نظر شكل ظاهري و قطر مشابه بودند انتخاب و سلول‌هاي مورد نظر شمارش شدند. به منظور آناليز آماري نتايج، از برنامه SPSS و آزمون‌هاي t، ANOVA، Tukey و Duncan استفاده شد. كليه نتايج به صورت (MSD) بيان و سطح معني‌داري نتايج حداقل با 05/0p در نظر گرفته شد.

نتايج
ميانگين تعداد سلول‌هاي اسپرماتوگوني در گروه دريافت ‌كننده ‌دارو با مقدار حداقل دارو (mg/kg25)، 14/267/51 سلول بود كه نسبت به گروه كنترل (93/192/55)، اختلاف معني‌داري را نشان نمي‌دهد؛ در حاليكه در گروه‌هاي دريافت ‌كننده ‌دارو با مقدار متوسط (mg/kg50) و حداكثر دارو (mg/kg100)، به‌ترتيب 32/2±97/47 سلول و 02/2±50/49 سلول به‌دست آمد، كه كاهش معني‌داري را (05/0p) نشان مي‌دهد (جدول 1).
ميانگين تعداد سلول‌هاي اسپرماتوسيت اوليه در گروه‌هاي دريافت ‌كننده ‌دارو با مقدار حداقل (mg/kg25)، و حداكثر (mg/kg100) دارو، به‌ترتيب 31/2±75/56 سلول و 09/2±17/53 سلول بود كه نسبت به گروه كنترل (30/2±23/56)، اختلاف معني‌داري را نشان نمي‌دهد؛ اما در گروه دريافت ‌كننده ‌دارو با مقدار متوسط دارو، 26/1±91/49 سلول به‌دست آمد كه كاهش معني‌داري (05/0p) را نشان مي‌دهد. ميانگين تعداد سلول‌هاي سرتولي در گروه‌هاي دريافت ‌كننده ‌دارو به ترتيب 78/000/9، 59/017/10 و 50/058/9 سلول بود كه نسبت به گروه كنترل (54/058/8)، اختلافي معني‌دار را نشان نداد (جدول 1).
ميانگين تعداد سلول‌هاي بينابيني در سه گروه تجربي به ترتيب 34/0±50/9، 25/0±00/9 و 42/0±92/9 سلول در مقطع عرضي لوله بود كه نسبت به گروه كنترل (39/0±00/8)، افزايش معني‌داري را در سطح (05/0p) نشان داد (جدول 1).
تصاوير الف ، ب، ج و د مقاطع عرضي بيضه را به ترتيب در گروه‌هاي كنترل و تجربي با مقادير mg/kg BW 25، 50 و 100 نشان مي‌دهد. در تمام گروه‌هاي ذكر شده، سلول‌هاي اسپرماتوگوني نسبت به غشاء پايه به صورت منظم، زنجيره‌وار و متراكم قرار گرفته‌اند. سلول‌هاي اسپرماتوسيت اوليه نيز نسبت به غشاء پايه منظم بوده و داراي كروماتين فعال و سيتوپلاسم اسيدوفيل هستند. اسپرمها نيز با تراكم زياد قابل رؤيت هستند؛ اما تغييري قابل ذكر در تراكم انواع سلو‌لها، تغيير در ميزان رنگ‌پذيري سيتوپلاسم و هستة سلول‌هاي اسپرماتوگوني مشاهده نمي‌شود.

بحث
از آنجا كه داروي فيناستريد با اثر مهاري بر آنزيم 5- آلفا ردوكتاز، باعث كاهش ميزان DHTمي‌شود؛ در مطالعه حاضر اثر اين دارو بر سلول‌هاي اسپرماتوگوني، اسپرماتوسيت اوليه، سرتولي و بينابيني مورد بررسي قرار گرفت. با توجه به نتايج به‌دست آمده، تعداد سلول‌هاي اسپرماتوگوني در گروه‌هاي دريافت كننده فيناستريد با مقادير mg/kg BW25، 50 و 100 و همچنين تعداد سلول‌هاي اسپرماتوسيت اوليه در گروه تجربي با مقدارmg/kg BW50، نسبت به گروه كنترل كاهش معني‌داري را نشان مي‌دهد (05/0p). Kolasa و همكاران نيز توانستند تغييرات مورفولوژيكي (حركت سلول‌هاي زاينده و اسپرماتوسيت‌هاي مرحله پاكي تن در تقسيم ميوز I به‌ لومن لوله‌هاي اسپرم‌ساز) را در اپيتليال لوله‌هاي اسپرم‌ساز موش‌هاي تيمار شده به مدت 56 روز (مدت زمان يك اسپرماتوژنز) با فيناستريد نشان دهند (10). همچنين مطالعات Huynh و همكاران و همچنين Rittmaster و همكاران نشان داد كه تغيير در ساختار و تعداد سلول‌هاي بيضه موش‌هاي صحرايي مي‌تواند در نتيجه اثرات ضد تكثيري و مرگ سلولي ناشي از مصرف فيناستريد در اين حيوانات باشد. اين نتايج با يافته‌هاي پژوهش اخير همخواني دارد (13-11). مطالعات نشان مي‌دهند كه مصرف فيناستريد باعث افزايش غلظت تستوسترون (3،12،14) و همچنين كاهش تعداد گيرنده‌هاي آندروژني در مغز و پروستات مي‌شود (4،15،16)؛ بنابراين احتمالاً اثر تحريكي تستوسترون بر هسته‌هاي هيپوتالاموس و سلول‌هاي هيپوفيز قدامي كاهش مي‌يابد؛ در نتيجه توليد آنزيم استيل كولين ترانسفراز، تعداد گيرنده‌هاي دوپامين و ترشح GABA نيز كاهش مي‌يابد (17،18)؛ اما احتمالاً مي‌تواند باعث افزايش پرولاكتين شود. از آن‌جا كه افزايش پرولاكتين باعث كاهش فعاليت و تقسيم در سلول‌هاي اپتيليال بيضه مي‌شود (19)؛ بنابراين كاهش تعداد سلول‌هاي اسپرماتوگوني و اسپرماتوسيت اوليه در اثر مصرف فيناستريد قابل انتظار است. نتايج حاصل از اين پژوهش نشان مي‌دهد كه تعداد سلول‌هاي بينابيني در گروه‌هاي دريافت كننده فيناستريد با مقادير mg/kg BW 25، 50 و 100، نسبت به گروه كنترل افزايش معني‌داري داشته است (05/0p).
Rittmaster نيـز با تجويز مقادير بالا و مزمن فيناستريد توانست هيپرپلازي و آدنوما را در سلول‌هاي بينابيني بيضه نشان دهد (3). مطالعات نشان مي‌دهند كه فيناستريد با افزايش ترشح LH و احتمالاً‌ پرولاكتين، مي‌تواند باعث افزايش تعداد سلول‌هاي بينابيني شود (3،20). از آنجا كه عملكرد سلول‌هاي بينابيني تحت تأثير سلول‌هاي سرتولي نيز قرار دارد و در پژوهش اخير نيز، تعداد سلول‌هاي سرتولي در اثر مصرف فيناستريد افزايش يافته ‌است (21)؛ لذا افزايش تعداد سلول‌هاي بينابيني قابل انتظار است.
نتايج حاصل از پژوهش حاضر نشان مي‌دهد كه فيناستريد بر شكل ظاهري و مكان قرار گرفتن سلول‌هاي بيضه و توليد اسپرم اثر نمي‌گذارد. مطالعات Rhoden و همكاران و همچنين George و همكاران نيز نشان دادند كه مصرف فيناستريد باعث تغييرات قابل ذكر در شكل ظاهري و مكان قرار گرفتن سلول‌هاي بيضه و توليد اسپرم نمي‌شود (21،22). Kolasa و همكاران نيز نشان دادند كه در ساختار بيضه موش‌هايي كه فيناستريد را به مدت 28 روز (مدت زمان دو چرخه اپيتليومي لوله‌هاي اسپرم‌ساز) دريافت كرده بودند تغييرات ريخت‌شناسي ايجاد نمي‌شود (10).
مطالعات Killian و همكاران نشان داد كه دي‌هيدروتستوسترون (DHT) در شروع فرآيند اسپرماتوژنز دخالت دارد و احتمالاً در غياب اين ماده به مدت طولاني، اين فرآيند دچار اختلال مي‌شود (23). O’Donnel و همكاران نيز نشان دادند كه احياء مولكولي تستوسترون توسط آنزيم 5- آلفا ردوكتاز مخصوصاً براي انجام مراحل خاصي از فرآيند اسپرميوژنز (عبور اسپرماتيدهاي گرد از مرحله 7 به 8) اهميت دارد. بنابراينDHT، وظيفه حمايت از روند PG, de Kretser DM, Pratis K, Robertson DM. Iden-اسپرماتوژنز و اسپرميوژنز را در موش‌هاي صحرايي به عهده دارد؛ اما داروي فيناستريد با مهار آنزيم 5-آلفا ردوكتاز ممكن است باعث اختلال در عملكرد سلول‌هاي بافت بيضه و توليد اسپرم شود (2).
Pratis و همكاران با مطالعه موش‌هاي دريافت‌كننده فيناستريد نشان دادند ساختار بيضه اين حيوانات احتمالاً‌ به وسيله آنزيم 5 آلفا ردوكتاز نوع I حفاظت مي‌شود (24). در مطالعات Jin و همكاران مشخص شد كه اين حفاظت، در نتيجه فعاليت اكسيداتيو آنزيم 3 آلفاـ هيدروكسي ‌استروئيد دهيدروژناز (3-HSD) مي‌باشد كه قادر است 3 آلفاـ اندرواستنديون را به دي‌هيدروتستوسترون تبديل كند (5). اين مطالعات، نتايج حاصل از پژوهش اخير را تأييد مي‌كند.

نتيجه‌گيري
در نهايت به نظر مي‌رسد كه مهار 32 روزة فعاليت 5- آلفا ردوكتاز نوع 2 در پژوهش حاضر، براي ايجاد تغيير در مرفولوژي بيضه و توليد اسپرم بسيار كوتاه بوده است. البته مطالعه حاضر داراي محدوديت‌هايي است؛ از جمله‌ مي‌توان به شمارش ساده سلولها اشاره كرد كه براي بررسي دقيق، نياز به شمارش سلولها از طريق روش‌هاي استريولوژيك بر مبناي تعداد در واحد سطح يا حجم مي‌باشد

 |+| نوشته شده در  سه شنبه 22 تیر1389ساعت 2:15  توسط علی ف. نوجوان  | 
زمینه و هدف: در حال حاضر شیمی‌درمانی و پرتودرمانی به عنوان روش معمول درمان انواع سرطانها در مردان، سبب اختلال در اسپرماتوژنز و در نهایت ایجاد آزواسپرمی و ناباروری می‌گردد. تا سالیان اخیر، استروژن به عنوان هورمون زنانه مورد توجه بود؛ اما مطالعات جدید معرف نقش مهم آن در اسپرماتوژنز است. با توجه به نقش هورمون‌ محرک فولیکولی (FSH) در فرایند اسپرماتوژنز و اهمیت هورمون استرادیول در تنظیم ترشح آن، این مطالعه به بررسی نقش این دو هورمون به‌خصوص استرادیول در القاء مجدد اسپرماتوژنز در موش‌های آزوسپرم شده توسط بوسولفان پرداخته است.روش بررسی: در این مطالعه 20 موش نر بالغ با دوز mg/kg30 داروی بوسولفان، آزواسپرم شدند. پس از اطمینان از آزواسپرمی، به سه گروه آزمایشی و یک گروه کنترل تقسیم‌بندی شدند. گروه اول هورمون FSH با دوز 5/7 واحد به صورت تزریق زیر جلدی، گروه دوم هورمون استرادیول با دوز g/kgµ5/12 به صورت داخل صفاقی و گروه سوم هر دو هورمون را تواماً و همزمان دریافت نمودند. گروه چهارم به عنوان کنترل، دارویی دریافت نکرد. تزریق این هورمونها طی 10 روز متوالی (روزانه یک دوز) انجام گرفت و در روز یازدهم سطح تستوسترون خون اندازه‌گیری شد. یک بیضه از هر موش جهت آنالیز DNA به روش فلوسایتومتری و بیضه دیگر جهت رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین‌ـ ائوزین و بررسی هیستولوژیک استفاده شد. آنالیز آماری با استفاده از آزمون‌های کروسکال والیس، من‌‌ ویتنی و دقیق فیشر انجام شد.نتایج: بیشترین میزان افزایش تستوسترون، در گروه دریافت کننده هر دو هورمون مشاهده شد که اختلاف معنی‌داری با گروه کنترل داشت (05/0p<). بیشترین میزان افزایش در تعداد سلول‌های هاپلوئید در گروه‌های سوم و چهارم مشاهده شد و اختلاف این گروه‌ها نسبت به گروه کنترل معنی‌دار بود (05/0p<). در گروه اول، افزایش اندکی در سطح تستوسترون سرم و تعداد سلول‌های هاپلوئید بافت بیضه نسبت به گروه کنترل مشاهده شد که از لحاظ آماری معنی‌دار نبود. بررسی هیستولوژیک مقاطع رنگ‌آمیزی شده بافت بیضه نیز نشان دهنده بازگشت مجدد اسپرماتوژنز در بیضه موش‌های آزواسپرم گروه‌های دوم و سوم بود (0001/0p<).نتیجه‌گیری: در مطالعه حاضر، تزریق مجزای هورمون FSH تأثیری در از سرگیری مجدد اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم نداشت؛ اما تزریق مجزای استرادیول نه تنها اثر مهاری روی اسپرماتوژنز نداشت، بلکه نقش تحریکی در بازیابی اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم داشت و تزریق همزمان FSH و استرادیول اثر هم‌افزایی در القاء اسپرماتوژنز در بیضه موش‌های آزواسپرم داشت.

زمينه و هدف
اسپرماتوژنز، فرايندي ضروری در قدرت باروري مردان و توليدمثل انسان است. اسپرماتوژنز روند پيچيده‌اي است كه عملكرد صحيح آن، مستلزم عملكرد همزمان فاكتورهاي آندوكرين و پاراكرين و ميانكنش سلول‌هاي اسپرماتوژنيك و سرتولي مي‌باشد. هورمون LH، تستوسترون و هورمون FSH، کنترل کننده‌های اصلی اسپرماتوژنز هستند و مطالعات نشان می‌دهد که 17β- استراديول از طريق گيرنده‌های استروژنی (ER)، نقش بسزايی در تنظيم فرايند توليدمثلی جنس مذكر ايفا می‌کند؛ چرا که فقدان گيرنده‌هاي استروژني در موش، سبب تخريب فرايند اسپرماتوژنز و ايجاد ناباروری می‌شود. هورمون FSH متعلق به خانواده هورمون‌های گليکوپروتئينی شامل TSH، LH و hCG است. اين هورمونها، هترودايمرهای غنی از اسيد آمينه سيستئين و پل‌هاي دی‌سولفيد می‌باشند و تفاوت اين هورمونها، در زير واحد بتای آنها است. FSH پيام خود را از طريق گيرنده 75 کيلو دالتونی داراي 675 اسيد آمينه انتقال مي‌دهد (1). گيرنده FSH جزو گيرنده‌های G پروتئينی بوده و ژن کد کننده آن مرکب از 10 اگزون می‌باشد. اين هورمون از هيپوفيز آزاد شده به گيرنده خود در سطح سلول‌های سرتولی متصل می‌شود و مسيرهای متعدد انتقال پيام را در داخل اين سلولها طی می‌کند. اتصال FSH به سلول‌های سرتولی، سبب سنتز پروتئين متصل شونده به آندروژن (ABP) می‌شود. ABP گليکوپروتئينی است که متصل به تستوسترون شده و غلظت‌های بسيار بالايی از تستوسترون توليد شده توسط سلول‌های ليديگ را در موضع اسپرماتوژنز ايجاد می‌کند (2). هورمون استروژن نيز در جنس نر از آندروژن موجود در جريان خون مشتق مي‌شود. آروماتيزاسيون کربن شماره 19 آندروژنها يعنی تستوسترون و آندروستن‌ديون، توليد استراديول و استرون می‌نمايد که تحت کنترل آنزيم آروماتاز است. آنزيم آروماتاز كمپلكس آنزيمي P 450 مونواکسيژناز موجود در رتيکولوم آندوپلاسميک صاف است که سبب سه واکنش هيدروکسيلاسيون متوالی شده و مرحله نهايی آروماتيزاسيون حلقه A آندروژن می‌باشد (3). در طي مطالعات گذشته، استراديول به عنوان هورمون زنانه و تستوسترون به عنوان هورمون مردانه مورد توجه بوده‌اند. امروزه با شناسايی اعمال مهم استروژنها در دستگاه تناسلی مردان، نقش اين هورمون در باروری مردان پررنگ‌تر شده است؛ چرا که فقدان گيرنده آلفای استروژن (αERKO) يا فقدان آروماتاز، سبب اختلال در باروری موشها شده است (4). با توجه به مطالعات انجام شده در اين زمينه، نقش هورمون‌های FSH و استراديول در از سرگيری مجدد اسپرماتوژنز در موش‌های بالغ آزواسپرم، کمتر مورد بررسی قرار گرفته است و مطالعات بيشتر به بررسی اثرات اين هورمونها در جنين موشها، موش‌های نوزاد و يا در محيط کشت متمرکز بوده‌اند؛ لذا با توجه اثرات مخرب داروهای شيمی‌درمانی و راديوتراپی بر تکثير فعال سلول‌های بدن که سلول‌های مولد اسپرم نيز مستثنی نمی‌باشند (5)، نياز به بررسی بيشتر نقش هورمون‌های درگير در روند اسپرماتوژنز به خصوص FSH و استراديول بوده و بررسی اثرات تزريق مجزا و همزمان اين هورمونها در موش‌های بالغ و آزواسپرم شده با داروی سمی بوسولفان، کمک به فهم بيشتر نقش اين هورمونها در فرايند اسپرماتوژنز مي‌نمايد.

روش بررسی
گروه‌بندي حيوانات: 20 موش از نژاد C57BL/6 با سن 25 روز از موسسه پاستور تهران، تهيه شده و به چهار گروه مساوي (يک گروه کنترل و سه گروه آزمايش) تقسيم شدند. موشها در حيوانخانه پژوهشگاه ابن‌سينا تحت شرايط بدون محدوديت آب و غذا نگهداری شدند. در ابتدا به موش‌هاي مورد مطالعه، mg/kg30 بوسولفان (Sigma, USA) تزريق شد. پس از 5 هفته از تزريق بوسولفان، اين دارو آزواسپرمی را در موشها القاء کرد. برای اطمينان از آزواسپرم شدن موشها، پس از گذشت 4 هفته از بافت بيضه آنها مقطع‌گيری به عمل آمده و پس از رنگ‌آميزی هماتوکسيلين‌ـ ائوزين، بافت بيضه مورد بررسی هيستولوژيک قرار گرفت (17). سپس هورمون‌های FSH (Gonal-f Serono, Switzerland) و استراديول (Sigma Alderich, Germany) به موش‌های آزواسپرم تزريق شد. گروه اول 5/7 واحد FSH به صورت تزريق زير جلدی، گروه دوم دوز g/kgµ5/12 استراديول را به صورت تزريق داخل صفاقی و گروه سوم به طور همزمان، هر دو هورمون را با دوزهای ياد شده دريافت کردند. تزريق طی 10 روز متوالی (روزانه يك دوز) انجام شد (9). برای اندازه‌گيری سطح سرمي تستوسترون در روز 11، موشها با mg/kg64/0 زايلازين (Alfasan, Netherland) و نيز mg/kg20 کتامين (Alfasan, Netherland) بيهوش شده و دو بيضه حيوان از بدن خارج گرديد. خونگيري نيز با استفاده از ميكروتيوب و از چشم موشها انجام شد. يك بيضه برای آناليز DNA به روش فلوسايتومتری آماده گرديد و بيضه ديگر نيز در محلول فرمالين قرار داده شد و پس از مقطع‌گيری، بررسی‌های بافتی نيز انجام گرفت. سطح تستوسترون سرمي با روش كمي ‌لومينسانس و با استفاده از كيت دياسورين
(Diasorin, Italy) اندازه‌گيري شد. براي آناليز DNA به روش فلوسايتومتري، بافت بيضه تازه، برداشت شده و از تونيكا آلبوژينه جدا گرديد و سپس در بافر فسفات ايزواسمولار قرار داده شد. به روش مكانيكي با استفاده از تيغ جراحي تا حد ممكن قطعات بافتي و لوله‌هاي مني‌ساز خرد گرديد و براي حذف بقايای سلولی، دو بار با PBS شسته شد. پس از سانتريفيوژ و دور ريختن مايع فوقانی، رسوب حاصل مخلوط شد. سپس ml1 اتانول 70٪ بسيار سرد به‌صورت قطره قطره به رسوب اضافه شد. سپس نمونه به مدت 10 دقيقه با سرعت
rpm3000 سانتريفيوژ و محلول فوقانی دور ريخته شد. از آنجا که مقدار اتانل باقی مانده در ميکروتيوپ نبايد بيشتر از ml2/0باشد، سلول‌های رسوب کرده مجدداً در محلول باقی مانده از اتانل ورتکس شدند. حدود ml1-5/0 محلول رنگ‌آميزی پروپيديوم آيودايد (PI) (Sigma, USA) به هر ميکروتيوپ اضافه و ورتکس شد. اين محلول شامل ml5/8 بافر رنگ‌آميزی (BSA 1/0% در PBS)، ml1 RNAase 1/0% و ml5/0 محلول ذخيره PI(ng/ml1) بود. ميکروتيوپها به مدت 30 دقيقه در دمای اتاق انکوبه شدند. پس از انتقال حدود ml1 از سوسپانسيون حاصل در لوله‌های مخصوص دستگاه فلوسايتومتر، هيستوگرام‌های DNA با استفاده از دستگاه فلوسايتومتر (Bacton-Dickinson, USA) بدست آمد. سپس داده‌های حاصل با استفاده از نرم‌افزار Cell Quest آناليز گرديد.
ارزيابی آماری: آناليز آماری با استفاده از نرم‌افزار SPSS ويرايش 13 انجام شد. آزمون کروسکال‌ـ واليس براي مقايسه هم زمان گروه‌ها با يکديگر و من‌ويتنی براي مقايسه هر گروه با گروه کنترل، به کار گرفته شد و 05/0p< از لحاظ آماری معني‌دار فرض شد. به منظور آناليز داده‌هاي مربوط به مقاطع رنگ‌آميزی شده بافت بيضه که متغير کيفی بود، از آزمون دقيق فيشر
استفاده شد.

نتايج
براساس نتايج اين تحقيق، در موش‌هاي آزواسپرم سطح تستوسترون (ng/ml2/054/0) و شمارش سلـول‌هاي هـاپلوييـدي بافت بيضـه (97/28%) نسبت
به سطـح تستـوستـرون (ng/ml1/364/9) و شمــارش

سلول‌هاي هاپلوييدي (79/77%) موش‌هاي با اسپرماتوژنز طبيعي، كاهش نشان داد. بررسي مقاطع هيستوپاتولوژيك بافت بيضه با ميكروسكوپ نوري، اثرات بوسولفان را پس از گذشت 4 هفته در بافت بيضه موش‌هاي مورد مطالعه بيشتر آشكار كرد. سطح تستوسترون در گروه‌های آزمايشی در مقايسه با گروه کنترل، افزايش به گروه سوم (تزريق همزمان دو هورمون) بود (نمودار1) و تنها تفاوت ايـن گـروه با گـروه کنترل از لحاظ آماری معنی‌دار بود (05/0p<). بررسی نتايج آناليز DNA به روش فلوسايتومتری، نشان داد که تعداد سلول‌های هاپلوئيد در گروه‌های آزمايشی نسبت به گروه کنترل افزايش داشت و گروه‌های 3و 4 افزايش بيشتری نسبت به گروه کنترل (9/28%) نشان دادند که به ترتیب 7/56% و 7/60% (نمودار 2) و تفاوت آنها از لحاظ آماری معنی‌دار بود (05/0p<). بررسی مقاطع هيستولوژيک بافت بيضه پس از تيمار هورمونی با استفاده از ميكروسكوپ نوري، تفاوت معنی‌داری بين گروه‌های آزمايشی و گروه کنترل نشان داد (0001/0p<). در گروه 1 با وجود افزايش سطح تستوسترون در اثر تزريق هورمون FSH، بررسی مقاطع رنگ‌آميزی شده هماتوکسيلين‌ـ ائوزين بافت بيضه، بازيابی مجدد اسپرماتوژنز را نشان نداد. اما در گروه‌هاي 2 و 3 که هورمون استراديول را به صورت مجزا و هورمون FSH و استراديول را به صورت همزمان دريافت کرده بودند، بازيابی مجدد اسپرماتوژنز مشاهده شد (شکل 4-1).

بحث
راديوتراپی و شيمی‌درمانی سبب تخريب سلول‌های ژرمينال در لوله‌های منی‌ساز شده و سبب ايجاد آزواسپرمی طولانی مدت در جوندگان، ميمون و انسان می‌گردد (6). در موش اين عوامل سبب ممانعت از تمايز اسپرماتوگونی تيپ A و نهايتـأ آزواسپرمی می‌شود (5). در مطالعه‌ای در سال 2005 بر روی موش‌های آزواسپرم، اين موشها به مدت دو هفته با هورمون FSH تيمار شدند، ميزان تمايز سلولی در توبولها پس از اين مدت زمان در موش‌های مورد مطالعه، کاهش نشان داد. تيمار گروهی ديگر از موشها با تستوسترون نتيجه مشابهی در پی داشت. نتايج مطالعه ما نيز نشان داد که FSH با وجود افزايش اندکی در سطح تستوسترون سرم و تعداد سلول‌های هاپلوئيد که از نظر آماری نيز معنی‌دار نبود، نتوانست بازيابی اسپرماتوژنز را در موش‌های آزواسپرم القاء کند. بررسی مقاطع رنگ‌آميزی شده بافت بيضه نيز نشان دهنده عدم توانايی هورمون FSH در القاء اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم بود. هنوز مشخص نشده است که مهار تمايز اسپرماتوگونی ناشی از افزايش سطح تستوسترون، در اثر هورمون FSHباشد. در موش‌های صحرايی که در اثر تابش پرتو، باروری خود را از دست داده‌اند، به دنبال تزريق تستوسترون برون‌زاد، بقاء و تمايز اسپرماتوگونی تيپ A توسط تستوسترون و FSH مهار می‌شود (8) و مطالعه فوق برای اولين‌بار توانست نقش تستوسترون برون‌زاد را در مهار بازگشت اسپرماتوژنز در موش‌های صحرايی پس از پرتوگيری اثبات نمايد. گيرنده‌های FSH و آندروژن در سلول‌های ژرمينال وجود ندارند و اين هورمونها اثرات خود را از طريق سلول‌های سوماتيک روي سلول‌هاي ژرمينال اعمال مي‌كنند. Kula و همکاران، موش‌های صحرايی 15 روزه و نابالغ را به مدت 10 روز متوالی تحت تزريق هورمون FSH قرار دادند، بر خلاف موش‌های بالغ، در موش‌های نوزاد، تزريق هورمون FSH سبب القای اسپرماتوژنز و بلوغ زودرس گرديد (9). مطالعات نشان داده است که در موش‌های با اسپرماتوژنز طبيعی، تزريق هورمون FSH نه تنها اثر مهاری بر اسپرماتوژنز نداشته، بلکه سبب حمايت از مراحل بعدی تمايز سلولی می‌شود (10). همچنين در نوزادان، تزريق اين هورمون سبب افزايش فعاليت ميتوزی سلول‌های سرتولی می‌شود (9). اما بررسی‌های اخير نشان داده‌اند که تزريق اين هورمون اثر منفی روی غلظت، تحرک و مورفولوژی اسپرم دارد (11). اساس مولکولی اثر مهاری اين هورمون در بازيابی اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم، هنوز ناشناخته است. Eddy و همكاران نشان دادند که قرارگيری در معرض غلظت‌های بالايی از استراديول، سبب القاء ناهنجاری‌هايی در دستگاه تناسلی نر می‌شود (12)؛ اما هنوز اهميت استروژن در تنظيم عملکرد دستگاه تناسلی نر مشخص نبود. در دهه 1990 اکتشافات جديدی منجر به شکل‌گيری اين فرضيه شد که استروژن نه تنها عملکردهای بسيار مهمی در توليدمثل در جنس نر دارد، بلکه اين هورمون و گيرنده آلفای آن، براي حفظ باروری طبيعی در اين جنس مورد نياز است (7). مطالعات متعددی مبنی بر نقش اين هورمون در دستگاه عصبی و همچنين دستگاه تناسلی ماده انجام شده است، ولی کمتر به بررسی نقش اين هورمون در سلول‌های ژرمينال موش‌های آزواسپرم پرداخته شده است (11). نتايج حاصل از مطالعه حاضر، نشان داد که استراديول با دوز g/kgµ5/12 سبب بازيابی مجدد اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم گرديده و افزايش معنی‌دار تستوسترون سرم و جمعيت سلول‌های هاپلوئيدی بافت بيضه و بررسی هيستولوژيک بيضه، همگی حاکی از سرگيری مجدد اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم است. نتايج اين مطالعه، با مطالعه Toyama و همكاران، مطابقت داشت (13). آنها از 6 دوز مختلف استراديول براي تيمار موش‌های آزواسپرم استفاده کردند. با توجه به مطالعات انجام شده و نتايج آنها، اثرات استراديول در دستگاه تناسلی جنس نر وابسته به دوز بوده و اثرات مهاری اين هورمون از دوز g/kgµ16 به بالا ديده می‌شود. گيرنده بتای استراديول در سلول‌های سرتولی وجود دارد و احتمال دارد که مکانيسم عملکرد اين هورمون به طور مستقيم از طريق اين گيرنده صورت گيرد (14). Ebling و همکاران، با تزريق استراديول به موش‌های هيپوگناد سبب افزايش 5-4 برابری حجم توبول‌های منی‌ساز شدند که نقش اين هورمون را در باروری پررنگ‌تر می‌کند. مطالعه‌ای مشابه نيز بر روی موش‌های نوزاد انجام گرفته كه در آن از هورمون FSH با دوز 5/7 واحد و استراديول با دوز g/kgµ5/12 براي تيمار موشها به صورت مجزا و همزمان استفاده شده است. نتايج اين مطالعه نشان داد که تزريق FSH به تنهايی سبب تحريک تمايز اسپرماتوگونی و افزايش 5 برابری در تعداد اسپرماتوسيتها نسبت به گروه کنترل شده و تزريق استراديول به تنهايی، سبب مهار اسپرماتوژنز در موشها مي‌شود. تزريق اين دو هورمون به طور همزمان نه تنها اثر مهاری بر جای نگذاشت، بلکه اين دو هورمون اثر هم‌افزايی داشته و سبب تسريع آغاز روند اسپرماتوژنز در موش‌های نوزاد شدند (9). Maccalman و همکاران، نيز نشان دادند که استراديول سبب افزايش اثرات تحريکی FSH بر ميزان mRNA، N- کادهرين (پروتئيني که برای الحاق و چسبندگی داخل سلولی در اپيتليوم منی‌ساز ضروری است) می‌گردد (15). مطالعه ديگری نيز نشان داد که واکنش بين هورمون FSH و استراديول در سلول‌های سرتولی، سبب تحريک فعاليت ميتوزی اين سلولها مي‌شود (16).

نتيجه‌گيری
با توجه به يافته‌هاي ساير مطالعات و مطالعه حاضر مبنی بر نقش دو هورمون FSH و استراديول بر روند اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم، FSH با دوز و مدت زمان مورد استفاده در اين مطالعه، نتوانست سبب القاء اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم شود؛ اما تزريق استراديول به صورت مجزا و همزمان با هورمون FSH، سبب القاء مجدد اسپرماتوژنز در موش‌های آزواسپرم گرديد.
با توجه به نتايج مطالعات ديگر در مورد اثرات استراديول در موش‌های بالغ و آزواسپرم، تزريق دوزهای کمتر از g/kgµ16 سبب القاء اسپرماتوژنز و در دوره نوزادی سبب ناهنجاری‌های متعددی در دستگاه تناسلی می‌شود که منجر به اختلال در اسپرماتوژنز می‌گردد (13). اما تزريق هورمون FSH اثرات بلوغ زودرس را در نوزادان در پی دارد؛ لذا لازم است مطالعاتي در انسان به منظور درمان آزواسپرمي ناشي از شيمي‌درماني با استفاده همزمان از استراديول و FSH و بررسي اثرات آنها طراحي و اجرا گردد.

تشکر و قدردانی
بدينوسيله از همکاران محترم گروه جنين‌شناسی پژوهشگاه فن‌آوری‌های نوين علوم پزشكي جهاددانشگاهی‌ـ ابن‌سينا و مسئولين محترم مرکز فوق‌تخصصي درمان ناباروری و سقط مكرر ابن‌سينا برای همکاری صميمانه در اجرای اين طرح تشکر و قدردانی می‌شود.

 


شکل1- مقطع توبول‌های منی‌ساز بافت بيضه موش سالم، مقاطع بافتي نشان‌‌دهندة اسپرماتوژنز فعال‌ بـوده كه اسپـرمها پس از تـوليد به فضـای داخل مجـراي لوله آزاد می‌شوند (فلش).



شکل 2- مقطع بافت بيضه آزواسپرمي شده توسط تزريق بوسولفان، بوسولفان سبب مهار تكثير سلول‌های اسپرماتوگونی و تخريب لوله‌هاي منـی‌ساز، مـی‌گردد. ايجاد فضاهای خالـی نشان دهنده مهـر اسپرماتـوژنز بوده ولي سلول‌هاي اسپرماتوگوني در مقطع لوله ديده مي‌شود.



شکل3- بافت بيضه در موش آزواسپرم تيمارشده با هورمون FSH، تزريق بوسولفان باعث مهار اسپرماتوژنز مي‌گردد و بدنبال آن تزريق هورمون FSH منجـر بـه از سرگيری مجدد اسپرماتوژنز در توبولها نگرديده است.



شکل 4- بافت بيضه موش آزواسپرم تيمار شده با استراديول، تزريق استـراديـول سبب از سـرگيری مجدد اسپرماتوژنز در تعدادي از توبولها گرديده و برخي فاقد اسپرماتوژنز مي‌باشد.



شکل 5- بافت بيضه آزواسپرم تيمارشده FSH و استراديول، تزريق همـزمان اين دو هـورمـون سبب از سـرگيري مجدد اسپرماتـوژنز و حتي بيشتر از تزريق مجزاي استراديول گرديده است.



نمودار 1- سطح تستوسترون سرمی در موش های آزواسپرم تيمار شده با هورمون‌هایFSH و استراديول



نمودار 2- درصد سلول های هاپلوئيد بافت بيضه در موش های آزواسپرم تيمار شده با هورمون های FSH و استراديول


 
 |+| نوشته شده در  سه شنبه 22 تیر1389ساعت 2:12  توسط علی ف. نوجوان  | 
مقدمه

 زمینه و هدف: اسپرماتوژنز فرآیندی کاملاً وابسته به هورمون به ویژه گنادوتروپینها می‌باشد و بدیهی است هرگونه تغییر در میزان این هورمونها می‌تواند در اسپرماتوژنز موثر باشد. آنالوگ‌های هورمون‌های آزادکننده گنادوتروپین نیز می‌توانند محور هیپوفیزی‌ـ گنادی را مختل نمایند. لذا هدف از مطالعه حاضر ارزیابی تغییرات فراساختاری و هیستولوژیک سلول‌های اسپرماتوژنیک و اسپرمیوژنیک با استفاده از میکروسکوپ الکترونی ترانسمیشن به‌دنبال تجویز یک دوز لوپرلاید استات (یکی از آنالوگ‌های هورمون آزادکننده گنادوتروپین) در موش بالغ می‌باشد.
روش بررسی: در مطالعه حاضر 24 موش بالغ 8 هفته به 3 گروه تقسیم شدند. گروه کنترل، هیچ دارویی دریافت نکردند اما حیوانات در گروه دوم و سوم به ترتیب یک دوز ml2/0 کربوکسی متیل سلولز و mg/kg6/7 لوپرلایداستات به‌صورت زیر جلدی دریافت کردند. پس از گذشت 5 هفته بیضه موشها خارج و برای مطالعه سلول‌های زایای لوله سمی‌نیفروس و مطالعه مورفولوژی با استفاده از میکروسکوپ الکترونی ترانسمیشن و نوری مورد استفاده قرار گرفت. همه نمونه‌ها از نظر مورفولوژی مقایسه شدند و با روش آزمون ANOVA مورد آنالیز آماری قرار گرفتند.
نتایج: در نتایج میکروسکوپ الکترونی، در گروه آزمایش بیشترین تغییرات در سلول‌های اسپرمیوژنیک یافت شد. در بیشتر اسپرماتیدها، هسته و آکروزوم تغییر شکل یافته بود. در برخی اسپرماتیدهای در حال تمایز وزیکول‌های آکروزومی در هسته دیده می‌شد؛ ضمن اینکه تخصص یافتگی اکتوپلاسمیک در برخی نواحی به صورت نسبی حذف شده بود. در اسپرماتیدهای دراز، فلاژلها غیر طبیعی بودند و غلاف فیبروزه آنها به‌صورت غیرممتد بود. در مشاهدات میکروسکوپ نوری وضعیت تکامل اسپرماتوژنز براساس جدول جانسن در گروه کنترل، شم و آزمایش به ترتیب 53/0±1/8، 82/0±04/8 و 57/0±01/7 بود؛ که در گروه آزمایش کاهش معنی‌دار داشت (01/0>p). همچنین تمام شاخص‌های هیستومتری در لوله‌های سمینیفروس در مقایسه با دو گروه دیگر کاهش معنی‌دار داشت (01/0>p).
نتیجه‌گیری: تزریق یک دوز mg/kg 6/7 لوپرلاید استات در طی یک سیکل اسپرماتوژنز با اثرات سوء براسپرماتوژتز همراه می‌باشد و به نظر می‌رسد که لوپرلایداستات دارای بیشترین اثر بر روی اسپرمیوژنز یا فرآیند تغییر شکل اسپرماتیدهای گرد به دراز می‌باشد.

 

متن کامل
مقدمه
اسپرم‌سازي كه شامل مراحل پيچيده و دقيق تمايز سلولي در پستانداران است، در سن بلوغ آغاز شده و در طول زندگي توليد‌مثلي ادامه مي‌يابد كه در نتيجة آن سلول‌هاي بنيادي ، تقسيم شده و حاصل تقسيمات ميوزي، اسپرماتيدهاي هاپلوئيدي است كه در بيضه و اپي‌ديديم تغييرات اساسي روي آنها صورت گرفته تا اسپرمي با عملكرد كامل ايجاد شود. تمامي مراحل اسپرم‌سازي همزمان به‌طور كامل صورت مي‌گيرد؛ بطوريكه در شرايط پاتولوژيك، كوچكترين اختلالي مي‌تواند سبب ناباروري شود(1). در30-4% بيوپسي‌هاي بيضه در بيماران مبتلا به آزواسپرمي و اليگواسپرمي شديد، توقف روند اسپرم‌سازي گزارش شده‌است(2). اين توقف مي‌تواند در هر مرحله از تشكيل سلول‌هاي ژرمينال اتفاق افتد. در انسان توقف روند اسپرم‌سازي نقطة پايان و معضل مأيوس‌كننده‌اي براي زوج‌هايي است كه آرزوي داشتن فرزند را دارند. از روش‌هاي ارائه شده توسط محققان علم باروري، تزريق داخل سيتوپلاسمي(ICSI) انواع سلول‌هاي اسپرماتيد به تخمك بارور نشده‌است كه با اين روش نوزاداني طبيعي در خرگوش(3 )، گاو(4)، موش(5) و انسان(6) متولد شده است. تزريق داخل سيتوپلاسمي اسپرم نسبت به تزريق داخل سيتوپلاسمي اسپرماتيد گرد ، اسپرماتيد طويل ، هسته اسپرماتيد گرد موفقيت بيشتري در لقاح داشته است(7). علت عدم موفقيت كامل در استفاده از ساير سلول‌ها را مي‌توان به عواملي نظير تغييرات ايجاد شده در عملكرد سانتروزوم، فعاليت تخمك و فعال شدن ژنوم جنيني، همزمان نبودن سيكل سلولي و بلوغ پروتئين هسته(8 ) و عدم تشخيص صحيح سلول‌هاي اسپرماتيد درون جمعيت ناهمگن سلول‌هاي بيضه(9) نسبت داد. لذا بلوغ اسپرماتيد در محيط كشت جهت كاربرد در لقاح مصنوعي ضروري به نظر مي‌رسد. سيستم‌هاي هم‌كشتي در توليد مثل كمكي اثرات مفيدي دارند(10). در روش هم كشتي دو سلول به‌طور همزمان كشت مي‌شوند كه اين هم‌كشتي مي‌تواند به‌صورت مكانيسم مثبت يا منفي عمل كرده و سبب اصلاح ويژگيهاي سلول نظير بهبود روند ظرفيت‌گيري اسپرم(11)، افزايش تعداداسپرم وجنين حاصله(12) و… شود. هورمون‌هاي تستوسترون و FSH نيز در شروع و ادامه روند اسپرم‌سازي نقش ويژه‌اي داشته و كاهش آنها سبب اختلال در اين فرايند مي‌شود. دانشمندان بسياري اثرات سيستم‌هاي هم‌كشتي وهمچنين هورمون‌ها را بر ميزان بلوغ سلول‌هاي سازندة اسپرم بررسي كرده‌اند(16- 13). Cremades و همكاران (14،13) در دو تحقيق جداگانه به بررسي اثرات هورمون‌هاي تستوسترون، FSH و سيستم هم‌كشتي Vero جهت بلوغ سلول‌هاي اسپرماتيد گرد پرداختند كه نتايج حاصله بيانگر پيشرفت روند اسپرميوژنز در اين سلول‌ها با استفاده از سيستم‌هاي فوق بود. Tesarik و همكاران در مطالعات خود به اين نتيجه رسيدند كه افزودن هورمون‌هاي rFSH و تستوسترون به محيط كشت سلول‌هاي اسپرماتيد گرد قادر است مراحلي از تمايز در محيط كشت را القا نمايد(16-15).
با توجه به نقش مثبت هم‌كشتي و همچنين هورمون در بلوغ سلول‌هاي اسپرماتيد گرد و با ذكر اين نكته كه همراه كردن اين دو سيستم به منظور بلوغ اسپرماتيد در مطالعات انجام شده يافت نشد، هدف تحقيق حاضر بررسي تاثير افزودن هورمون‌هاي تستوسترون و rFSH به محيط هم‌كشتي به منظور تسهيل اسپرميوژنز در محيط كشت بود.

مواد و روشها
در اين پژوهش از موش‌هاي نر سفيد نژاد NMRI با سن 12-8 هفته استفاده شد و در مجموع 15 موش مورد مطالعه قرار گرفت (در هر گروه 5 موش در طي 5 بار آزمايش).
موش‌هاي نر استفاده شده در پژوهش به روش قطع نخاع از ناحيه گردن كشته شده و بيضه‌هاي حيوان از بدن خارج و در پتري‌ديش حاوي محيط كشت DMEM (Gibco) قرار گرفت. غشاء اطراف بيضه‌ها برش داده شد به‌طوري‌كه تمام لوله‌هاي سميني‌فروس داخل محيط كشت قرار گرفت. با استفاده از سرنگ انسولين، لوله‌هاي سميني‌فروس قطعه قطعه گرديد تا رده‌هاي مختلف سلول‌هاي بيضه وارد محيط كشت شود. پتري ديش محتوي سلول‌هاي بيضه به مدت 10 دقيقه داخل انكوباتورC 37 با CO2 5% قرار گرفت تا به تعادل رسيده و سلولها به‌طور كامل داخل محيط قرار گيرد. سپس با استفاده از پيپت پاستور فقط محيط كشت حاوي انواع مختلف سلول‌ها داخل لوله آزمايش استريل شده‌اي جمع آوري گرديد. در انجام اين عمل دقت شد كه بقاياي لوله‌هاي سميني‌فروس به لوله آزمايش منتقل نشود. محيط محتوي انواع مختلف سلول به مدت 5 دقيقه و با سرعت rpm 1000 سانتريفوژ وپس از تشكيل رسوب سلولي مجدداً توسط محيط كشت DMEM شستشو داده شد. رسوب سلولي حاصل، به نسبت 1 به 10 توسط محيط كشت DMEM حاوي10% FBS (دانشكده دامپزشكي دانشگاه تهران، ايران) رقيق شده و براي كشت سلولي به مدت 96 ساعت مورد استفاده قرار گرفت.
به منظورتشخيص افتراقي انواع سلول‌هاي اسپرماتيد ملاك‌هاي زير موردنظر بود: اسپرماتيد گرد ، سلولي گرد بوده و سطح سيتوپلاسم آن صاف و يكنواخت است. هسته، گرد و مركزي است كه علائمي از تراكم در آن ديده نمي‌شود. در اطراف هسته كمي سيتوپلاسم بوده و در بخش فوقاني هسته، نقطه روشني مشابه وزيكول آكروزومي ديده مي‌شود. در اين مرحله فلاژلي وجود ندارد. دراسپرماتيد در حال طويل شدن ، سلول بيضي بوده و آثاري از فلاژل قابل رؤيت است.
اسپرماتيد طويل شده ، سلولي طويل بوده و سطح حاشيه سيتوپلاسمي كاملاً در قطب خلفي هسته قرار دارد(16،15) (شكل 1).
جهت شمارش سلول‌هاي اسپرماتيد گرد، اسپرماتيد در حال طويل شدن واسپرماتيد طويل شده حجم معلومي از سوسپانسيون سلولي و محيط كشت را كه رقت آن 1 به 10 بود، توسط پيپت پاستور برداشت و بر روي لام نئوبار تخليه گرديد. سلول‌هاي نامبرده در ميدان ديد لام نئوبار توسط ميكروسكوپ نوري و روش مشاهده مستقيم با عدسي 40 شئي مشاهده و شمارش گرديد.
براي شمارش تعداد سلول‌هاي مرده و زنده از خاصيت نفوذپذيري غشاء سلول‌ها نسبت به رنگ تريپان بلو استفاده شد. به اين ترتيب كه يك قطره از سوسپانسيون سلولي رقيق شده، توسط پيپت پاستور روي لام قرار گرفته و سپس يك قطره تريپان بلو به آن اضافه شد. روي قطره توسط لامل پوشانده شده و زير ميكروسكوپ نوري با عدسي شئي 40 مشاهده گرديد و تعداد سلول‌هاي زنده درحداقل صد سلول شمارش شده از انواع مورد نظر، محاسبه شد (شكل 2).
سلول‌هاي زنده Vero در محيط DMEM وFBS10% در داخل فلاسك به حجم ml50 كشت داده شدند كه دو يا سه روز تكثير يافته و بعد محيط كشت روي سطح سلول‌ها تخليه شد. سپس ml5 محلول تريپسين 5/0% در فسفات بافر (PBS) به اضافه 04/0% EDTA به فلاسك اضافه گرديد. پس از جدا شدن سلول‌ها از كف فلاسك و تعليق آنها، ml10 محيط كشت به آنها اضافه شد تا از فعاليت بيشتر تريپسين و تخريب سلول‌ها جلوگيري شود. محلول حاوي سلول‌هاي Vero به لوله آزمايش استريل منتقل و با شتاب g 400 به مدت 5 دقيقه سانتريفوژ و در پتري‌ديش با قطر mm30 ، قطرات l 50 از محلول حاوي سلول قرارداده شد و روي آن با يك لايه نازك روغن پارافين پوشانده شد و پتري ديش به داخل انكوباتور حاوي CO2 5% با دماي ºC37 منتقل گرديد(17).
گروه‌هاي مورد مطالعه در اين پژوهش شامل گروه‌هاي شاهد، آزمون 1 و آزمون 2 بود. در گروه شاهد سوسپانسيون سلولي به نسبت 1 به 10 رقيق شده و سپسl 10 از محلول سوسپانسيون سلولي به داخل قطرات حاوي محيط كشت DMEM+FBS10% منتقل گرديد. هر 24 ساعت تعويض محيط كشت، شمارش سلولي در واحد ميلي ليترو ميزان درصد زنده ماندن سلولهاي اسپرماتيد انجام شد.
در گروه آزمون 1 ، مقدارµl10 سوسپانسيون سلولي پس از رقيق شدن به نسبت 1 به 10، داخل قطرات به حجمl50 حاوي تك لايه سلول‌هاي Vero منتقل گرديد. هر 24 ساعت تعويض محيط كشت، شمارش سلولي در واحد ميلي ليتر و ميزان درصد زنده ماندن سلول‌ها انجام شد.
در گروه آزمون 2 مقدار µl10 از سوسپانسيون سلولي رقيق شده به قطرات به حجم µl50 حاوي تك لايه سلول Vero كه قبلاً به آن IU/l 50 rFSH (Gonal-h Sereno,Holand) وl/mol1 تستوسترون (شركت ابوريحان، ايران) اضافه شده بود، منتقل گرديد. نظير گروه‌هاي قبلي هر 24 ساعت تعويض محيط كشت، شمارش سلولي در واحد ميلي ليتر و تعيين ميزان درصد زنده ماندن سلول‌ها انجام شد. از آنجائي‌كه نيمه عمر rFSH بيش از 24 ساعت نيست هر 24 ساعت يكبار هر دو هورمون به محيط كشت اضافه گرديد.
مقايسه ميانگين تعداد سلول‌هاي مورد نظر در واحد حجم ( ميلي ليتر) ± انحراف معيار و همچنين ميانگين ميزان درصد زنده ماندن ± انحراف معيار انواع سلول‌هاي اسپرماتيد توسط آزمون آماري Repeated Measure ANOVA مورد ارزيابي قرار گرفته ومعني‌داري در حد P<0.05 تعيين شد.

نتايج
جدول شماره 1 نمايانگر تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد گرد، اسپرماتيد در حال طويل شدن و اسپرماتيد طويل شده در طي 96 ساعت كشت در گروه‌هاي شاهد و آزمون 1و2 مي‌باشد. در گروه شاهد ميانگين تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد گرد قبل از كشت /ml104× 3/6±81 بود كه در طي 96 ساعت كشت كاهش شديدي در تعداد سلول‌ها مشاهده شد تا در روز آخر به ميزان /ml104×5/4±11 رسيد. در گروه آزمون 1 ميانگين تعداد سلول‌ها قبل از كشت /ml104×9/4±86 بود كه پس از كشت كاهش تدريجي در تعداد سلول‌ها مشاهده شد تا اين ‌كه بعد از 48 ساعت به ميانگين /ml104× 5/4 ±65 رسيد. پس از آن سير نزولي افزايش يافت تا اين‌كه به ميانگين /ml104×3/7± 28 رسيد. در گروه آزمون 2 تعداد سلول‌ها از ميانگين /ml104×5/8±90 در طول دوره كشت كاهش تدريجي داشت و در پايان چهار روز كشت به ميزان /ml104 9/4±48 رسيد. مقايسه آماري تفاوت معني‌دار مابين سه گروه نشان داد(01/0P <).
با توجه به جدول شماره 1 مشخص شد كه كاهش تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد در حال طويل شدن گروه شاهد در طول 96 ساعت كشت، شديد بود كه در طي 24 ساعت اول روند نزولي تدريجي بود و بعد شدت پيدا كرد. در گروه آزمون 1 ميانگين تعداد سلول‌ها از /ml104×7±72 در ابتداي كشت با روند صعودي تدريجي در 24 ساعت اول به مقدار /ml104×9/9±75 رسيد و بعد از آن تعداد سلول‌ها به تدريج تنزل يافت تا به ميانگين /ml104×3/7 ±44 رسيد. در گروه آزمون 2 ميانگين تعداد سلول‌ها قبل از كشت /ml104×7/7 ±69 بود ودر دو روز اول كشت روند صعودي تدريجي مشاهده شد و ميانگين تعداد به /ml 104×5/11±75 رسيد وبعد روند نزولي آغاز شد. در مقايسه آماري گروه شاهد با هر دو گروه آزمون تفاوت معني‌دار داشت (001/0P<) اما بين دو گروه آزمون تفاوت معني‌دار مشاهده نشد.
ميانگين تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد طويل شده گروه شاهد در تمامي مدت كشت داراي روند نزولي بود و از 24 ساعت پس از كشت روند نزولي با شتاب بيشتري ادامه يافت تا در انتهاي دوره كشت به/ml104×4/2±5/1 رسيد و در گروه آزمون 1 روند نزولي در 48 ساعت اول خيلي كم بود به طوري ‌كه از /ml104×2/8± 46 در ابتداي كشت به /ml1044/5±42 بعد از 48 ساعت رسيد و پس از آن سير كاهش ادامه يافت تا به تعداد /ml104×3/7±14 رسيد.
در گروه آزمون 2 در 24 ساعت اول كشت روند صعودي نسبي در تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد طويل شده مشاهده شد (جدول شماره 1) و سپس كاهش تدريجي در تعداد وجود داشت تا اين‌كه در پايان دوره كشت به /ml104×7/5±5/25 رسيد. مقايسه آماري تفاوت معني‌داري را بين تمامي گروه‌ها از نظر ميانگين تعداد اسپرماتيدهاي طويل شده نشان داد(001/0p<).
جدول 2 ميزان درصد زنده ماندن و روند آن در سلول‌هاي اسپرماتيد گرد‌،اسپرماتيد در حال طويل شدن و اسپرماتيد طويل شده در طي 96 ساعت كشت ما بين سه گروه را نشان مي‌دهد. نتايج حاصله بيانگر كاهش ميزان زنده ماندن سلول‌هاي اسپرماتيد در سه گروه بود. منتهي اين كاهش در گروه شاهد شديدتر و در گروه‌هاي آزمون به دليل اثرات مفيد سيستم‌هاي هم‌كشتي و هورمون كمتر و منظم‌تر بود (نمودار شماره 1).

بحث
دستيابي به اسپرماتوژنز و اسپرميوژنز در محيط كشت، موضوع تحقيق بسياري از محققين بوده است. به منظور نيل به اين هدف استفاده از سيستم هم‌كشتي توصيه شده است. در بخش اول تحقيق از تك لايه سلولي Vero به عنوان سلول پشتيبان استفاده شده و نتايج نشان داد كه سلول‌هاي اسپرماتيد گرد مي‌توانند روند بلوغي خود را ادامه داده و به سلول‌هاي اسپرماتيد در حال طويل‌شدن تبديل شوند. نتايج حاصله نيز بيانگر كاهش تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد گرد در 24 ساعت اول كشت و افزايش نسبي تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد در حال طويل‌شدن در همان مدت زمان ذكر شده است. علت اين امر را مي‌توان به اثرات سيستم‌هاي هم‌كشتي نسبت داد كه به صورت مكانيسم‌هاي مثبت و يا منفي عمل كرده و سبب بهبود ويژگي‌هاي سلولي مي‌شوند. در مكانيسم منفي، سلول‌هاي پشتيبان قادرند عوامل مزاحم را از محيط كشت حذف كنند(17).
در مكانيسم مثبت از سلول‌هاي پشتيبان فاكتورهاي تروفيك نظير فاكتور رشد انسولين ترشح شده كه اين عمل سبب تحريك رشد سلول‌هاي اسپرماتيد گرد شده و از تاخير رشد آنها نيز جلوگيري به عمل مي‌آورد.
برخي محققان معتقدند كه از سلول‌هاي پشتيباني نظير Vero مادة پلي پپتيدي ترشح مي‌شود كه به رشد جنين و سلول‌ها كمك مي‌كند(19،18).
در پژوهش حاضر، از تك لايه سلول Vero به عنوان سلول پشتيبان جهت هم‌كشتي استفاده شد چرا كه اين سلول منشا ادراري تناسلي داشته و مي‌تواند به سلول‌هاي ژرمينال كمك كند(17).
تحقيقات صورت گرفته توسطMenck (20) وMaeda (21) نشان داد كه از تك لايه‌هاي سلولي در محيط كشت پلي‌پپتيدهاي محرك رشد آزاد شده كه در نتيجه بر توقف رشد سلول فائق مي‌آيد. از طرف ديگر يك سري مواد در محيط كشت وجود دارد كه عامل بازدارنده رشد سلول‌هاي اسپرماتيد گرد محسوب مي‌شود نظير هايپوزانتين و غلظت زياد گلوكز
كه تك لايه سلولي يا سبب از بين رفتن آنها مي‌شود و يا مي‌تواند گلوكز را به پيروات تبديل كرده و در نتيجه از اثرات سمي آن بكاهد. تبديل سلول‌هاي اسپرماتيدگرد به سلول‌هاي اسپرماتيد در حال طويل‌شدن را مي‌توان به اثرات سودمند استفاده از تك لايه سلول Vero نسبت داد و عدم بلوغ بعد از 24 ساعت كشت را مي‌توان به دليل مصرف زياد مواد مغذي موجود در محيط جهت تكثير سلول‌هاي به كار رفته در هم‌كشتي دانست كه سبب مي‌شود مواد غذايي به اندازه كافي در اختيار سلول‌هاي سازندة اسپرم قرار نگيرد. محققين ديگر نيز به نتايج مشابهي در استفاده از Vero Cell براي تكميل ميوز اسپرماتوسيت اوليه دست پيدا كردند(22). هرچند كه بعضي از محققين(23) در هم كشتي اسپرماتيد گرد با سلول‌هاي Vero نتوانستند بلوغ با درصد بالا بدست آورند.
در بخش ديگري از تحقيق به محيط هم‌كشتي سلول‌هاي اسپرماتيد گرد با سلول Vero، هورمون‌هاي FSH r و تستوسترون اضافه گرديد. نتايج حاصله نشان داد كه سلول‌هاي اسپرماتيد گرد قادرند روند اسپرميوژنز را ادامه داده و به سلول‌هاي اسپرماتيد در حال طويل شدن و اسپرماتيد طويل شده تبديل شوند. كاهش تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد گرد موجود در سوسپانسيون سلولي حاصل از بافت بيضه در محيط هم‌كشتي حاوي مقادير زيادrFSH و تستوسترون بعد از 48 ساعت كشت نسبت به زماني كه اين سلول‌ها در محيط فاقد هم‌كشتي و هورمون كشت داده شدند (گروه شاهد) مشاهده شد و بر عكس افزايش نسبي تعداد سلول‌هاي اسپرماتيد در حال طويل‌شدن و اسپرماتيد طويل‌شده در همين مدت زماني نشان‌دهنده اين مطلب است كه سيستم هم‌كشتي كه به آن هورمون اضافه شود قادر است در دوره 48 ساعت كشت به تمايز سلول‌هاي اسپرماتيد گرد به طويل كمك كند. برخي محققان به دنبال كشت نمونه‌هاي بيوپسي بيضه انساني دريافتند كه سلول‌هاي ژرمينال در مرداني كه توقف بلوغ داشته‌اند اگر در معرض غلظت‌هاي بالايي از FSH و تستوسترون قرار گيرند، مي‌توانند اسپرم‌سازي را طي 24و48 ساعت پس از كشت ادامه داده و اسپرماتيدهاي گرد نيز برتوقف روند اسپرم‌سازي غلبه نمايند و به اسپرماتيدهاي طويل تبديل شوند(24و25). لازم به ذكر است كه برخي از محققين دوزهاي بالا تر از مقدار بكار برده شده در اين پژوهش را توصيه مي‌كنند(24).
شروع و بقاي اسپرم‌سازي از لحاظ هورموني توسط FSH و تستوسترون تنظيم مي‌گردد(26). برخي محققين بر اين عقيده‌اند كه تستوسترون هورمون اصلي تنظيم كننده اسپرميوژنز در پستانداران بوده و FSH نقش جزئي دارد(27). در همين رابطه Sun و همكاران بيان كردند كه تستوسترون سبب تغيير شكل اسپرماتيد گرد به اسپرماتيد طويل مي‌شود(28). اما تحقيقات صورت گرفته توسط Tesarik و همكاران (24) نشان‌دهنده اين مطلب است كه FSH سبب تغييرات ويژه‌اي در هسته نظير تراكم هسته، مهاجرت محيطي و برجستگي هسته در اسپرماتيدهاي انسان مي‌شود. به عبارت ديگر، رشد دم در اسپرماتيد گرد، تسريع تقسيمات ميوزي، تراكم هسته و طويل شدن اسپرماتيدگرد وابسته به FSH است.
در اين تحقيق از غلظت‌هاي FSH r (IU/l 50) و تستوسترون (mol/l1) استفاده شد زيرا براساس تحقيقات صورت گرفته توسط Tesarik و Mendoza غلظت بالاي اين دو هورمون سبب تحريك اسپرم‌سازي در سلول‌هاي ژرمينال مي‌شود (25و29). تاثيرات مثبت FSH و تستوسترون برروي مراحل ابتدايي و انتهايي اسپرم‌سازي با واسطه سلول‌هاي سرتولي امكان پذير است(30) و جدايي كامل سلول‌هاي سرتولي از سلول‌هاي ژرمينال و آسيب آنها مي‌تواند علت عدم پيشرفت اسپرم‌سازي باشد.
در اين تحقيق سوسپانسيون سلولي از طريق جداسازي مكانيكي سلول‌ها با استفاده از سرنگ‌هاي انسولين به دست آمد. هر چند كه در اين نوع جداسازي اكثر سلول‌ها به صورت منفرد رها شدند اما با اينحال برخي سلول‌هاي ژرمينال در توده‌هاي سلولي ژرمينال- سرتولي غوطه‌ور شدند. در شرايط كشت آزمايشگاهي، سلول‌هاي سرتولي ممكن است مواد هورموني تنظيم كننده و تحريك‌كننده رشد را ترشح كنند كه سبب حمايت و تمايز سلول‌هاي ژرمينال در همان قطره كشت مي‌شود. پس هر چقدر سلول‌هاي سرتولي موجود در محيط كشت از حيات و سلامتي بيشتري برخوردار باشند، سبب پيشرفت سلول‌هاي ژرمينال براي رسيدن به مراحل بعدي رشد مي‌شود(16). هورمونهاي FSH و تستوسترون با تاثيري كه روي سلول‌هاي سرتولي مي‌گذارند سبب حمايت از تمايز سلول‌هاي ژرمينال شده و سبب افزايش حساسيت سلول‌هاي سرتولي نسبت به انسولين مي‌شوند. عمل هورمون‌هاي FSH و انسولين تنظيم متابوليسم گلوكز و تحريك ترشح سلول سرتولي است كه براي شروع اسپرميوژنز طبيعي و سنتز RNA اسپرماتوسيت ضروري است. بقاي سلول‌هاي ژرمينال و تزايد سلول‌هاي اسپرماتوگونيا بر عهده FSH است(31) در حاليكه تستوسترون برروي اسپرماتوگونيا اثر كرده و سبب تبديل آن به اسپرماتوسيت مي‌شود(32) و به عنوان يك ماده ضد آپوپتوز برروي اسپرماتوسيت‌ها عمل مي‌كند(33).
در اين پژوهش كه استفاده همزمان از سيستم هم‌كشتي و هورمون رشد، بعد از گذشت دو روز پيشرفت بلوغي مشاهده نگرديد كه ممكن است به دلايل زير باشد:
1- در اثر تعويض‌هاي مكرر محيط كشت، جدايي سلول‌هاي سرتولي از سلول‌هاي ژرمينال بيشتر شده و در نتيجه تأثير هورمون‌ها از طريق تماس‌هاي سلول‌هاي سرتولي- ژرمينال در توده‌هاي سلولي كاهش يافته است. پس حيات سلول‌هاي ژرمينال دچار اختلال شده و پيشرفت بلوغي متوقف شده است.
2- چون سلول‌هاي به كاررفته در سيستم‌هاي هم‌كشتي ميزان زيادي از مواد مغذي موجود در محيط را براي تكثير خود استفاده مي‌كنند، اين عمل ممكن است سبب كاهش مواد لازم جهت بلوغ شده باشد.
3-به دليل استفاده از سوسپانسيون سلولي ممكن است سلول‌هاي سوماتيك غير سرتولي سبب تغيير در مدياتورهاي مترشحه از سرتولي شده و در نتيجه سبب كمرنگ شدن تأثير هورمون‌هاي FSH r و تستوسترون شود.
نتايج حاصله بيانگر اين مطلب است كه استفاده از سيستم هم‌‌كشتي به همراه هورمون به دليل اثرات مفيد مكانيسم‌هاي مثبت و منفي هم‌كشتي و اثرات سودمند استفاده از هورمون‌هاي FSH r و تستوسترون سبب افزايش پيشرفت بلوغي اسپرماتيدهاي گرد شده در نتيجه سبب تسهيل تبديل آنها به اسپرماتيدهاي در حال طويل‌شدن و اسپرماتيد طويل‌شده مي‌شود. در اين قسمت از پژوهش نيز ميزان درصد زنده ماندن انواع سلول‌هاي اسپرماتيد مورد بررسي قرار گرفت كه بر اساس آن ميزان درصد زنده ماندن سلول‌ها در طول 48 ساعت اول كشت در گروه‌هاي آزمون به طور تدريجي كاهش يافت. طبق جدول 2 ميزان از دست رفتن سلول‌ها در 48 ساعت اول كشت در محيط حاوي هورمون و هم‌كشتي سير تدريجي‌تري نسبت به محيط بدون هورمون داشت كه علت را مي‌توان حفظ حيات اين سلول‌ها در محيط كشت توسط هورمون‌هاي FSH r و تستوسترون (از طريق سلول‌هاي سرتولي) و اثرات مثبت هم‌كشتي دانست. البته همانطور كه برخي از محققين(34) اشاره كرده‌اند احتمالا تغيير در شرايط كشـت از جمله دمـاي ºC30 مي‌توانـد باعث حفظ حيـات سلول‌ها در مدت زمان طولاني‌تر شده و در نتيجه به بلوغ سلول‌هاي ژرم نابالغ كمك كند. در مجموع نتايج حاصل از اين تحقيق بيانگر پيشرفت روند بلوغ سلول‌هاي اسپرماتيد در سيستم‌هاي هم‌كشتي و هم‌كشتي- هورمون بود. اما بنظر مي‌رسد كه با توجه به ويژگي‌هاي مثبت استفاده از هم‌كشتي شايد بهتر باشد از هم‌كشتي با سلول‌هاي سرتولي براي پيشرفت اسپرميوژنز در محيط كشت استفاده كرد و در عين حال افزودن هورمون به سيستم هم‌كشتي مي‌تواند به بلوغ سلول‌هاي اسپرماتيد گرد كمك بيشتري بكند.


 |+| نوشته شده در  سه شنبه 22 تیر1389ساعت 2:1  توسط علی ف. نوجوان  | 

فبزیولوژی تولید مثل

تکوین و تکامل غدد جنسی تمایز جنسی برنامه ای است که تحت فرمان شاخصهای ژنتیکی، اجازه تمایز گنادها (گنادهایی که توانائی تبدیل به هر دو جنس را دارند) و اندامهای جنسی را در یکی از مسیرهای نر یا ماده می دهد. البته علاوه بر ژنتیک، عوامل دیگری از قبیل خود غدد جنسی، سلولهای زاینده، عوامل هورمونی، مغز، عوامل رفتاری و حتی قوانین موجود نیز در تعیین فنوتیپ جنس دخالت دارند. مجموعه ساختمانهای دستگاه تناسلی یعنی گنادها و مجاری و اندامهای مربوطه، توانائی تبدیل به هر دو جنس را دارند و در صورت فقدان اثرات اختصاصی هورمونهای مردزا، تمایلی ذاتی جهت تبدیل شدن به اندام تناسلی ماده وجود دارد. مکانیسم و جزئیات اندام زائی (ارگانوژنز) دستگاه تناسلی مربوط به مبحث جنین شناسی است. لذا در اینجا به عوامل موثر در این مکانیسمها اشاره خواهد شد. در همه پستانداران و موجودات هتروگامت در جنس نر(XY)،اولین سیگنال در تمایز جنسی بنظر می رسد که از کروموزوم Y صادر می گردد. کروموزوم Y تولید نوعی آنتی ژن از نوع تطابق بافتی را القا میکند که ابتدا H-Y antigen خوانده می شد. وجود این آنتی ژن در تعیین سرنوشت گنادها بطرف بیضه ضروری است. پروتئینی بنام sry یا TDF توسط ژن SRY در نزدیکی بخش مرکزی کروموزوم Y تولید می شود وبا اثر بر روی سلولهای لیدیگ موجب مهار فعالیت آنزیم آروماتاز( که خود توسط هورمونهای LH یا hCG فعال شده است) و در نتیجه عدم تولید استرادیول و تجمع تستوسترون و طبیعتاً اثرات آندروژنیک آن یعنی رشد لوله های ولف و ساختمانهای مربوطه می گردد. از سوی دیگر پروتئین sry تولید MIF از سلولهای سرتولی را تحریک مینماید که نتیجه آن تحلیل لوله مولر و ضمایم آن است ( شکل شماره 1). مواردی از اختلالات دیده شده اند که با وجود ژنوتیپ XX ولی گنادها به بیضه تمایز پیدا کرده اند. با وجود اطلاعات فوق چه توجیهی در این مورد می تواند وجود داشته باشد؟ در طی مرحله عدم تمایز جنسی، چین های اوروژنیتال (ادراری تناسلی)، برجستگی‌های جنسی و برآمدگی جنسی رشد می کنند. مردزایی در این اندامها (تشکیل اسکروتوم و آلت) به اثر آندروژن‌ها بستگی دارد. در جنین نر منشاء اصلی این هورمونها بیضه است. البته آندروژنهایی با منشاء دیگر (جنینی یا مادری) می توانند باعث نرزایی در جنین ماده شوند (به عنوان مثال هیپرپلازی غده آدرنال باعث هرمافرودیسم کاذب در جنس ماده می‌شود). تمایز اندامهای جنسی نر بستگی به آنزیم 5-reductase دارد. این آنزیم باعث احیای تستوسترون به دی هیدروتستوسترون (DHT) می گردد. در صورت عدم فعالیت این آنزیم، اندامهایی که از سینوس ادراری تناسلی منشاء می گیرند (اندام تناسلی خارجی) طبیعت ماده خواهند داشت. در حالیکه اندامهای حاصل از لوله های ولف (که وابسته به تستوسترون می باشند) در مسیر نر پیش می روند. این نارسائی ها با جبران نقص هورمونی برگشت‌پذیر هستند ولی در مورد اسپرماتوژتز اینطور نیست. نارسائیهای دستگاه تناسلی می تواند ناشی از اختلال در کروموزومهای جنسی و یا تمایز غدد جنسی باشد. در مورد نارسائیهای ژنتیک می توان به دو مورد سندرم کلاین فلتر و سندرم ترنر اشاره نمود. سندرم کلاین فلتر با ژنوتیپ47xxy مشخص می شود. در این بیماری به علت ترشح کافی تستوسترون کانال ولف طبیعی و لوله های مولر به علت ترشح فاکتور بازدارنده مولر (Mullerian–Inhibiting Factor) تحلیل رفته‌اند. کمبود آنزیم 5-reductase در نژادی از ساکنین دومینکین وجود دارد که باعث کوچک ماندن اندام تناسلی پسربچه ها تا 12 سالگی شده و به همین دلیل به آن Penis at twelve یا هرمافرودیسم کاذب Pseudo hermaphrodism می گویند. این بیماران تا قبل از دوازده سالگی طبیعت ماده داشته و بیضه های آنها پنهان است. سپس از حدود دوازده سالگی، ناگهان تغییر ماهیت داده و اندام تناسلی خارجی به شکل نر ظاهر می گردد. شکل شماره 1:در این شکل نقش پروتئین sry در بیان MIF و مهار فعالیت سیتوکروم P450 آروماتاز را بترتیب در سلولهای سرتولی و لیدیگ در جنین نر ملاحظه می کنید. گنادها کوچک و تحلیل رفته، عدم تشکیل لوله های اسپرم ساز، آزواسپرمی و هیپرپلازی سلولهای لیدیگ نیز دیده می شود. در هنگام بلوغ، رشد موها ممکن است طبیعی باشد ولی رشد و تکامل عضلات و صفات ثانویه دیگر کافی نبوده و حالت خواجگی معمول است. ژانیکوماستی به علت کم بودن آندروژنها و یا نسبت نامناسب آندروژن به استروژن در اغلب این بیماران دیده می شود. میزان تستوسترون در حد پایین تا طبیعی و مقدار LH افزایش یافته است. FSH تا چندین برابر نرمال بوده و این مسئله نشانگر فقدان سلولهای زاینده جنسی (germinal cells) است. ضمناً روی بازوی بلند کروموزوم X نیز نواحی موثر بر رشد قد و تمایز غدد جنسی وجود دارد. علاوه بر موارد فوق، هیپرپلازی مادرزادی آدرنال نیز می تواند سبب اختلال در تکامل اندام تناسلی خارجی گردد. این اختلالات می توانند در هر دو جنس دیده شوند. هر گونه نقصی در هر یک از مراحل تبدیل کلسترول به کورتیزول باعث تجمع ترکیبات حد واسط (که گروهی از آنها فعالیت بیولوژیک دارند) در خون می شود، که نتیجتاً در ادرار نیز وارد می‌گردد. هر چه این نقص در مراحل ابتدائی تری باشد مشکل شدیدتر خواهد بود و با ادامه حیات طولانی تر مغایرت دارد. نقص در آنزیم P450scc یکی از این موارد است. از سوی دیگر نقص در آنزیم 11 و 21 هیدروکسیلاز آدرنال، باعث انحراف تولید استروئیدها به سمت اندروژنهای قوی می شود( شکل 2)، که این خود ظاهر جنین ماده را به نر تبدیل می نماید(Virilization). نقص در آنزیم 21 هیدروکسیلاز بیشتر باعث کاهش مینرالوکورتیکوئیدها و بنابراین از دست دادن هر چه بیشتر نمک می گردد. در حالیکه نقص در آنزیم 11 هیدروکسیلاز از آنجا که منجر به تولید مینرالوکورتیکوئیدهای قوی از قبیل داکسی کورتیکوسترون (DOC) می شود باعث بالا بودن فشار خون در این نوزادان می گردد، و نیز از آنجا که تولید آندروژنها از هفته پنجم جنین شروع می شود. بسته شدن خلفی لبهای کوچک و بزرگ شدن کلیتوریس در جنین ماده را موجب می گردد. در جنین نر، تیره شدن ناحیه جنسی، مربوط به افزایش ACTH (که فعالیت هورمونی مشابه هورمون محرک ملانوسیتها MSH دارد) است. ضمناً تحت تاثیر تستوسترون، جنین رشد بیشتری داشته و زودتر کامل می شود. از سوی دیگر کاهش فعالیت آنزیمهای بیضه ای 17 و 20 دسمولاز و 17 بتا هیدروکسی استروئید دهیدروژناز، سبب اختلال در صفت نرزایی در جنین مذکر می شود. چرا که این آنزیمها باعث تولید آندروژنهای پرقدرت می گردند. از موارد دیگر می توان به فقدان حساسیت محیطی نسبت به اندروژنها اشاره کرد. نوزادان پسری که مبتلا به این نوع نقص هستند، دستگاه تناسلی داخلی آنها طرح طبیعی مذکر را دارد، زیرا عامل بازدارنده کانال مولر به طور طبیعی از بیضه ترشح می شود. بنابراین اندامهای رحم، تخمدانها و لوله های فالوپ وجود ندارند. از سوی دیگر این بیماران از لحاظ اندام تناسلی خارجی طرح ماده را دارند ولی واژن یک مجرای کور را تشکیل می دهد. در هنگام بلوغ رشد اندامهای وابسته به استروژنها (به علت اثر آنزیم آروماتاز روی آندروژنها و تبدیل آنها به استروژنها) مشهود است ولی موهای ناحیه جنسی رشد نخواهند داشت. از لحاظ هورمونی، غلظت پلاسمایی LH، تستوسترون و استرادایول در این بیماران در مقایسه با نرهای اخته شده بالاتر است. روی هم رفته نقص در تکامل اندامهای وابسته به اندروژنها اغلب ارثی است. کمبود آنزیم 5 آلفاردوکتاز (5–reductase) صفت مغلوب اتوزومی است Autosomal Recessive در حالیکه اغلب سندرمهای عدم حساسیت به اندروژنها یک صفت ارثی مغلوب وابسته به کروموزوم X هستند (شکل 3). شکل شماره 2. در این شکل مسیر متابولیک استروئیدها نمایش داده شده است آیا تمایزی در سیستم عصبی مرکزی میان دو جنس وجود دارد؟ غدد جنسی یعنی بیضه و تخمدان توسط هورمونهای مشترک هیپوفیزی کنترل می شوند. و البته نحوه ترشح این هورمونها در دو جنس متفاوت است چنانکه اگر تخمدان یک جونده به بدن یک جونده نراخته شده پیوند زده شود، رشد دوره ای فولیکولها در این تخمدانها مشاهده نمی شود. در آزمایش دیگری هیپوفیز رات (نوعی موش) به جانور ماده هیپوفیزکتومی شده پیوند زده شد. آنچه مشاهده گردید تشکیل سیکلهای طبیعی جنسی در جانور ماده بود. از آزمایش فوق این نتیجه حاصل می شود که مراکز بالاتر یعنی هیپوتالاموس روی هیپوفیز نقش کنترل کننده دارند. در یک آزمایش به موشهای نر داروی ضدآندروژن (Cyproterone acetate) تزریق گردید. نتیجه آن ترشح دوره ای گنادوتروپین ها بود. اندروژن‌ها در مغز این حیوانات تحت تاثیر آنزیم aromatase تبدیل به estradiol شده، مرکز مسئول ترشح دوره ای را تخریب می نماید و باعث تبدیل شدن مغز به نوع نر (male type brain) می گردند. حال با وجودیکه هورمون استرادیول در خون حیوان ماده نیز وجود دارد، پس به چه علت تاثیر مشابه را ندارد؟ جواب آن در این نکته است که در خون جانور ماده، ماده ای به نام آلفافتوپروتئین به مقادیر بیشتری وجود دارد که این پروتئین قابلیت و تمایل زیادی برای اتصال به استرادیول دارد. بنابراین مانع از اثر استرادیول روی مغز جنین ماده می شود. از سوی دیگر شواهد کلینیکی نشان می دهند دخترهائیکه با هیپرپلازی مادرزادی آدرنال متولد می‌شوند، در هنگام تولد دستگاه تناسلی خارجی مذکر داشته و بعد از بلوغ نیز هیچگاه سیکل قاعدگی منظم نخواهند داشت. علاوه بر طرحهای ترشحی مختلف گنادوتروپین یک اختلاف نیز در سیستم عصبی هر دو جنس مشاهده می شود. به عنوان مثال، در رات دیده شده است که هسته های نخاعی عضلات بولبوکاورنوز (bulbocavernosus) در قطعات پنجم و ششم به تعداد بیشتر و بزرگتری در جنس نر وجود دارد. همچنین اختلافات مورفولوژیک و رسپتوری در هسته های مغزی هر دو جنس دیده شده است. ولی در مورد تاثیر و اهمیت دقیق این اختلافات و اینکه تا چه حد در انسان عمومیت دارد مدارک قطعی وجود نداشته و عقاید ضد و نقیضی در این مورد وجود دارد. در هر صورت شکی نیست که بسیاری از رفتارها، خصوصاً رفتارهای جنسی در زن و مرد با یکدیگر تفاوت دارند. شکل شماره 3. در این شکل نقش کروموزوم X در بروز رسپتور آندروژن وساختمان این رسپتور نشان داده شده است. 2. فیزیولوژی بلوغ الف : نورواندوکرینولوژی بلوغ فعالیت غدد جنسی تحت تاثیر محور هیپوتالاموس – هیپوفیز – غدد جنسی (گنادها) کنترل می گردد. گنادوتروپین ها طرحهای گوناگونی از ترشح در دورانهای مختلف جنینی، نوزادی و بلوغ دارند. در اواسط بارداری یک قله و سپس در نوزادی افزایش در گنادوتروپین ها ایجاد می شود از زمان تولد تا قبل از بلوغ، این هورمونها تقریباً در حالت خاموشی هستند. با شروع بلوغ افزایشهای نامنظم و ضربانداری در آنها مشاهده می شود و بعد از بلوغ نیز طرح اصلی خود را در هر یک از دو جنس پیدا می کنند. کاهش در گنادوتروپین ها پس از اواسط بارداری و نیز پس از تولد تا پیش از بلوغ، مربوط به روشن شدن مکانیسمهای فیدبک منفی و حساس تر شدن این سیستمها است. هسته سلولهای اصلی هورمون آزاد کننده گنادوتروپین ها Gonadotropin Releasing Hormone; GnRH در دو منطقه هیپوتالاموس واقع شده اند. 1- یکدسته در قسمت قدامی هیپوتالاموس، خصوصاً در هسته استریا ترمینالیس Stria Terminalis و در ناحیه میانی پیش بصری (Preoptic Area) 2- دسته دیگر در هسته های قوسی (Arcuate N.) و هسته های پری و نتریکولار) (Peiventricular N. قرار گرفته اند. اکسون این نرونهای پپتیدرژیک به ناحیه Median Eminance وارد شده، ترشحات خود را به مویرگهای سیستم باب (port) می ریزند. تعداد زیادی نرون از مراکز بالاتر (از نرونهای بیوآمینرژیک و اپیوئیدی (Opiate با نرونهای ترشح کنندهGnRH سیناپس کرده، از این طریق می توانند روی ترشح آنها تاثیر داشته باشند. دو سیستم کنترل کننده ترشح گنادوتروپین ها و آزاد کننده های آنها وجود دارند. یکی از این سیستمها وابسته به استروئیدهای غدد جنسی و سیستم دیگر به خارج از این مسیر وابسته است. سیستم اول را می توان به عنوان مثال در دوران جنینی و قبل از بلوغ مشاهده نمود. در این دوران استروئیدهای ترشح شده از گنادها (هر چند بسیار جزئی هستند)، اثر فیدبک منفی روی هیپوتالاموس و در نتیجه هیپوفیز دارند. این مکانیسم را می توان تا حدودی توسط یک داروی ضداستروژن مثل کلومیفن سیترات (Clomiphen Citrate) از کار انداخت. این دارو شباهتهایی از لحاظ ساختمانی با استروژن دارد. بنابراین می تواند به رسپتورهای سیتوپلاسمی استروژن متصل شده و به هسته سلول منتقل گردد ولی فاقد اثرات استروژنی است. در نتیجه با کاهش اثر استروژن، مقدار گنادوتروپین‌ها افزایش می یابد. به همین دلیل از این دارو در درمان برخی موارد نازایی و برای تحریک گنادها استفاده می شود. با شناختی که از مکانیسمهای فیدبک منفی داریم، به خوبی می دانیم که اگر یک حیوان را (مثلاً نوعی میمون) را بعد از تولد عقیم کنند، بلافاصله مقدار گنادوتروپین‌ها بالا می رود، ولی پس از چندی تا قبل از بلوغ شاهد کاهش این هورمونها خواهیم بود. علت این کاهش پیش‌بینی نشده، عوامل خارج از گنادها هستند که اهمیت آنها به خوبی شناخته نیست. ولی در هر صورت این مکانیسم به استروئیدهای جنسی مربوط نیست. گاهی اوقات سیستم غیروابسته به هورمونهای جنسی دچار اختلال گشته و ایجاد بلوغ زودرس (Precocious puberty) می نماید. سیستمهایی که از آنها صحبت شد در زمان معینی باعث روشن شدن مکانیسمهای بلوغ می‌گردند. این سیستمها تحت تاثیر عوامل زیادی قرار دارند. از جمله عوامل ژنتیکی و ارثی نقش عمده ای در زمان شروع بلوغ ایفا می نمایند. شکل شماره4. محور هیپوتالامو-هیپوفیزو-گنادی. نوسان در ترشحات هیپوتالاموسی LRH برای ترشح مناسب گنادوتروپینها از هیپوفیز ضرورت دارد. این طرح ترشحی تحت تاثیر مسیرهای عصبی،آمینهای بیوژنیک و نورومودولاتورهای پپدیدرژیک می باشد. عوامل جغرافیایی، آب و هوایی و منطقه‌ای نیز تاثیر قابل توجهی بر بلوغ دارند. به عنوان مثال، سوء تغذیه می تواند بلوغ را به تعویق اندازد. وضعیت نامناسب اجتماعی – اقتصادی از آنجا که معمولاً همراه با ابتلای مکرر به بیماریهای گوناگون است، عاملی است که بلوغ را به تعویق می اندازد. چاقی که خود می تواند تحت تاثیر عوامل ژنتیک، تغذیه ای و ارثی باشد روی شروع بلوغ موثر است. چاقی متوسط، سن شروع بلوغ را جلو می اندازد در صورتیکه چاقی مفرط باعث به عقب افتادن این روند می گردد. از سوی دیگر، لاغری مفرط همراه فعالیت شدید عضلانی نیز باعث تعویق سن بلوغ می شود. در شروع و تکمیل بلوغ تئوریها و مکانیسمهای پیشنهادی زیادی وجود دارد که هر یک در جای خود بحث خواهد شد. ب : مراحل بلوغ بلوغ را می توان به دو مرحله تقسیم کرد: (1) مرحله بلوغ آدرنالی Adrenarche که حدوداً 2 سال قبل از شروع بلوغ در غدد جنسی ظاهر می شود. بدین معنی که در این مرحله غدد جنسی هنوز تغییر محسوسی نکرده‌اند. (2) بلوغ غدد جنسی gonadarche که در این مرحله بلوغ تکمیل می گردد. 1. مرحله بلوغ آدرنالی Adrenarche : در این مرحله غلظت پلاسمایی آندروژنهای با منشاء آدرنال به تدریج افزایش می یابد. مهمترین این آندروژنها شامل، آندروستندیون (Androstenedione) دی هیدرواپی‌اندروسترون (DHA) و دی هیدرواپی اندروسترون سولفات (DHA-S) هستند. افزایش آنها در پلاسما می تواند به عنوان اولین علامت در شروع بلوغ محسوب شود. این علائم چه در پسرها و چه در دخترها به طور متوسط در سنین 7 تا 9 سالگی شروع می شوند. تولید این آندروژنها مربوط به افزایش فعالیت آنزیمهای 17 و 20 دسمولاز و 17 هیدروکسیلاز در لایه رتیکولر غدد آدرنال می شود. داخلی ترین لایه کورتکس آدرنال(رتیکولاریس) تحت تاثیر ACTH و هورمون محرک آندروژنهای آدرنال (Adrenal–Androgen Stimulating Hormone) انواع آندروژنها را تولید می کند. شکل شماره 5. تغییر حساسیت هیپوتالاوس به گنادوتروپینها. حساسیت زیاد در مرحله قبل از بلوغ موجب می شود با وجود غلظت پائین استروئیدهای جنسی، گنادوتروپینها نیز ترشح پائینی دارند. با شروع بلوغ حساسیت هیپوتالاموس به استروئیدهای جنسی کاهش یافته در نتیجه ترشح LRH و گنادوتروپینها افزایش می یابد. در بالغین اثر فیدبک منفی استروئیدهای جنسی روی هیپوتالاموس کاهش می یابد. جالب این جاست که پاسخ این لایه در سنین مختلف تغییر می کند. بدین معنی که گاه به ACTH و گاه به AASH و گاه به هر دو پاسخ می دهد. در زمان بلوغ آدرنال، لایه رتیکولاریس به طور عمده نسبت به AASH حساس است. روی هم رفته نتیجه مرحله بلوغ آدرنالی رویش مو در نواحی زیربغل و ناحیه جنسی، ضخیم شدن تارهای صوتی و رشد استخوانها و هیپرتروفی عضلات است. 2. مرحله بلوغ غدد جنسی (Gonadarche) این مرحله با افزایش چشمگیر گنادوتروپین ها، ظهور علائم ثانویه جنسی، رشد دماغی، و شتاب گرفتن رشد مشخص می شود. با شروع بلوغ، ،هورمون LH فعال شده و افزایشهای ضربان مانندی دارد. خصوصاً در مراحل خواب عمیق این افزایشها شدت بیشتری دارند. در پسرها افزایش شبانه LH، باعث بالا رفتن تستوسترون می شود که نتیجه آن اولین تحریکات جنسی در هنگام خواب عمیق است. به تدریج و با گذشت زمان مقدار تستوسترون در روز نیز افزایش نشان می دهد تا اینکه با تکمیل شدن مراحل بلوغ افزایش تستوسترون دائمی خواهد شد. پیش از بلوغ، گنادوتروپین‌ها غلظتهای بسیار پائین را در پلاسما دارند. با این حال در این زمان مقدار FSH در دخترها بیشتر از LH است. ضمناً حساسیت نسبت به اثر فیدبک منفی هورمونهای استروئیدی نیز زیاد است. این موقعیت باعث پائین ماندن گنادوتروپین‌ها تا زمان بلوغ می شود. طی یک مکانیسم ناشناخته این حساسیت کاهش پیدا می کند و ترشح گنادوتروپین ها افزایش می یابد. در دخترها احتمالاً رسیدن به یک وزن بحرانی یا نسبت خاصی از چربی در بدن، باعث کم شدن حساسیت مکانیسم فیدبک منفی می شود. در بی اشتهایی عصبی این مکانیسم روشن نشده و یا دیر روشن شود. برخی از مشاهدات نشان داده اند که عامل میانجی برای فیدبک منفی استروئیدهای جنسی روی محور هیپوتالاموس – هیپوفیز در دوران پیش از بلوغ، اپیوئیدهای مغز هستند. در نوجوانانی که بصورت حرفه ای و در حد قهرمانی ورزش می کنند بلوغ کمی به تعویق می افتد که عامل آن افزایش اپیوئید ها شناخته شده است. اپیوئیدها بعد از بلوغ نیز در کنترل ترشح گنادوتروپین ها نقش دارند. عده ای از محققین (Steiner) معتقدند که نسبت انسولین به وزن بدن یک عامل موثر روی ترشح GnRH از هیپوتالاموس است. مشاهدات نشان داده است که پاسخ انسولین به روزه داری در سنین قبل از بلوغ و بعد از بلوغ متفاوت است. این اندازه گیریها نشان داده اند که با شروع بلوغ سطح انسولین پلاسمایی بالا می رود. انسولین احتمالاً به طور غیرمستقیم در سنتز پیش سازهای نروترانسمیترهای مغزی نقش دارد. از سوی دیگر انسولین باعث انتقال بهتر سوبستراهایی مانند اسیدهای آمینه و اسیدهای چرب ضروری به مغز و اختصاصاً هیپوتالاموس می شود. به این ترتیب انسولین به عنوان یکی از عوامل موثر در شروع بلوغ شناخته می شود، با توجه به این که، دلیلی وجود ندارد تا عامل اولیه یا اصلی برای این روند باشد. ج : نمو جنسی در دوران بلوغ از زمان شروع اولین علامت بلوغ تا پایان آن در دخترها حدود 5/1 تا 3 سال و در پسرها در حدود 2 تا 5/4 سال طول می کشد. رشد و نمو موهای ناحیه تناسلی و رشد پستان را می توان به پنج مرحله تقسیم کرد. بیشترین تغییرات با شروع نمو بلوغی رخ می دهد که معمولاً با جوانه زدن پستان شروع می شود. البته در 10 تا 20 درصد موارد نیز با رشد موهای ناحیه تناسلی (بلوغ آدرنالی) آغاز می گردد. دو الی دو سال و نیم بعد از اولین جوانه پستانی، اغلب دختران اولین دوره قاعدگی را تجربه می کنند. متوسط سن بلوغ دختران بر حسب منطقه جغرافیایی، نژادی، سطح فرهنگی و تغذیه متفاوت است. مراحل نمو مو در پسرها مشابه دختران بوده با این تفاوت که نمو موهای ناحیه تناسلی تا ناف نیز ادامه پیدا می کند و طرح آن به شکل لوزی خواهد شد. اگر جوانه پستان در دخترها تا سن 13 سالگی ظاهر نشده باشد یا اینکه ظاهر شده باشد و تا پنج سال پس از آن قاعدگی شروع نشده باشد در این صورت بلوغ دچار تاخیر شده است. اختلال در بلوغ پسرها در صورتی است که تا سن 14 سالگی بیضه ها بزرگ نشده باشند. تفاوتهای رشدی دیگری میان دو جنس در دوران بلوغ وجود دارد. به عنوان مثال، عرض شانه ها در پسرها و لگن و اقطار داخلی آن در دخترها رشد بیشتری دارند. اندازه فک در پسرها بزرگتر از دخترها می شود و غده هیپوفیز در دخترها به علت وجود بیشتر سلولهای لاکتوتروپ بزرگتر می شود و رشد قلب در هر دو به یک اندازه است. رشد قدی در هر دو جنس در سه مرحله انجام می گیرد. مرحله اول که همزمان با روشن شدن مکانیسمهای بلوغ است با اوج گیری سرعت رشد همراه است. در مرحله دوم سرعت رشد به حداکثر خود می رسد و در مرحله سوم این سرعت کاهش می یابد و اپی‌فیزها بسته می‌شوند و در نهایت رشد به تدریج متوقف می گردد. طی این سه مرحله رشد پسرها به طور متوسط در حدود 28 سانتی متر و دخترها حدود 25 سانتی متر افزایش قد خواهند داشت. پس از متوقف شدن رشد و رسیدن به رشد نهایی بالاتنه و پائین تنه هر دو رشد کرده اند به طوریکه نسبت بالاتنه به پائین تنه (U/L) در حدود 4/092% در سفیدپوستان و 85% در سیاهپوستان می شود. در صورتیکه بلوغ به تعویق افتاده باشد به علت دیرتر بسته شدن اپی فیزها و بلندتر شدن پاها این نسبت کمتر از حد طبیعی خواهد بود. آنچه سبب رشد سریع در پسرها می شود تستوسترون به همراه هورمون رشد، و در دخترها استرادیول و هورمون رشد است. ضمناً در هر دو جنس مقدار سوماتومدین (IGF-1) افزایش پیدا می‌کند. د : تغییرات هورمونی دوران بلوغ 1. چنانکه قبلاً نیز اشاره شد از اولین تغییرات هورمونی بلوغ افزایش هورمون آزاد کننده گنادوتروپین ها (GnRH) از هیپوتالاموس است. 2. در پسرها از سلولهای بینابینی تستوسترون و متابولیتهای آن شامل آندروستندیون، دی هیدروتستوسترون و استرادیول آزاد می شوند. دی هیدرو تستوسترون که از تاثیر آنزیم 5–reductase روی تستوسترون ایجاد می شود باعث رشد اندام تناسلی و پروستات، ریزش مو در ناحیه تمپورال و رویش ریش می شود. در دخترها افزایش جزئی در تستوسترون مشاهده می شود که نتیجه یکی از مسیرهای فرعی تولید استروئیدها است و اثرات آندروژنیک دارد. 3. پیش از بلوغ پروتئینی به نام گلبولین اتصالی هورمونهای جنسی در پلاسمای دخترها و پسرها وجود دارد که نقش آنها در اتصال به هورمونهای جنسی و با تمایل بیشتر به تستوسترون است. غلظت پلاسمایی تستوسترون در پسرهای در حال بلوغ 20 برابر دخترهای در حال بلوغ است. در صورتیکه غلظت تستوسترون آزاد 40 برابر است. علت این اختلاف در اینجاست که با شروع بلوغ مقدار SHBG خصوصاً در پسرها کاهش چشمگیری پیدا می کند و نتیجه آن افزایش غلظت تستوسترون آزاد (شکل فعال تستوسترون) است. 4. استروژنها: مهمترین استروژنی که مقدارش در دخترها افزایش پیدا می کند استرادیول (E2) است. 90% این هورمون توسط تخمدان به طور مستقیم و 10% آن به واسطه تبدیل تستوسترون به استرادیول در بافتهای محیطی تولید می شود. در پسرها 75% استروژن از تبدیل تستوسترون به استرادیول در بافتهای محیطی و 25 % از ترشح مستقیم بیضه حاصل می شود. 5. آندروژنهای آدرنال از حدود 8 سالگی در هر دو جنس شروع به افزایش می کنند و چنانکه قبلاً اشاره شد مسئول بلوغ آدرنالی هستنــد. مهمتریــن این آندروژنهــــا شامـــل DHEA-S ,DHEA آندروسترون و آندروستندیون می شود. 6. پرولاکتین، غلظت پرولاکتین با یک اختلاف جزئی در هر دو جنس، پیش از بلوغ در حد پائینی قرار دارد (در پسرها ng/ml6 پلاسما و در دخترها ng/ml2/7) با شروع بلوغ غلظت پلاسمایی پرولاکتین در دخترها افزایش مشخصی دارد (ng/ml 5/8) ولی در پسرها کمی کاهش (ng/ml 5/5) پیدا می کند.  در مجموع چند دسته از عوامل می توانند در بروز و تمایز جنسی موثر باشند؟  رشد سوماتیک بیشتر در کدام مرحله ازبلوغ اتفاق می افتد؟ 3. فیزیولوژی گنادها الف : بیضه ارتباط بسیار نزدیکی میان شریان و ورید اسپرماتیک در مجاورت مجرای دفران وجود دارد که اجازه تبادل مواد و حرارت را بین آنها می دهد. از این طریق آندروژنهایی که توسط بیضه ترشح شده اند می توانند از طریق شریان اسپرماتیک مجدداً وارد بافت بیضه شده موجب تغلیظ تستوسترون تا 200 برابر غلظت پلاسمایی آن می گردد. مصرف بی رویه آندروژنها که اخیراً در مراکز بدنسازی باب شده است علاوه بر سایر عوارض سوء، با اثر فیدبک منفی ترشح گنادوتروپینها را مهار و کاهش شدید آندروژنهای موضعی در بیضه واختلال در اسپرماتوژنز را سبب می شود. فعالیت طبیعی اسپرم سازی در بیضه در حرارتی پائین تر از حرارت بدن (34 درجه) انجام می‌گیرد. به همین دلیل عضلاتی به نام کرماستریک با انقباض یا انبساط خود کیسه بیضه را به بدن نزدیک یا از آن دور کرده و از این طریق حرارت آن را در حد مناسب حفظ می نمایند. عدم نزول بیضه به داخل کیسه بیضه در دوران جنینی باعث بالا رفتن حرارت آن (37 درجه) و عقیمی می شود. اختلال دریچه های وریدی باعث واریس بیضه و اختلال در جریان خون آن و در نتیجه کاهش تعداد اسپرمها و حتی عقیمی می شود. بافت بینابینی بیضه حدوداً یک سوم کل حجم آن را تشکیل می دهد و حاوی سلولهای لیدیگ، عروق خونی، لنفی، اعصاب فیبرهای الاستیک و کلاژن و ماکروفاژ است. سلولهای لیدیگ سلولهای لیدیگ از هفته هفتم جنینی تحت تاثیر LH شروع به ترشح اندروژنها می کنند. هورمونهای اصلی که توسط این سلولها در دوران بلوغ و پس از آن ترشح می شود شامل تستوسترون و استروژن است. نقش این هورمونها در بروز صفات ثانویه جنسی، تکامل اسپرمها و فیدیک منفی روی هیپوفیز و هیپوتالاموس است. این سلولهای دارای رسپتور LH هستند. هورمون پرولاکتین نیز می تواند روی رسپتور LH بنیشیند ولی اثری کمتر از آن دارد. در صورت همراهی با LH، اثر آن را تقویت و در صورتیکه پرولاکتین بیش از حد طبیعی باشد (مثلاً در تومورهای تولید کننده پرولاکتین در هیپوفیز) فرد دچار عقیمی خواهد شد. البته علت عقیمی احتمالاً به خاطر اثر پرولاکتین روی مغز و سلولهای گنادوتروپ ونه روی بیضه است. اثرات آندروژنها: مهمترین آندروژن در بدن مرد، تستوسترون (T) و سپس دی هیدروتستوسترون (DHT) است. اولین اثر تستوسترون در دوره جنینی، در تمایز اندام جنسی نر و رشد اپی دیدیم، کیسه منی و مجرای دفران گذاشته می شود. در همین دوره DHT سبب رشد پروستات، کیسه بیضه، اندام تناسلی خارجی و پیشابراه می گردد. افزایش تستوسترون آزاد در پلاسما در دوران بلوغ باعث رشد حنجره و کلفت شدن طنابهای صوتی می شود. از آنجا که ضخیم شدن طنابهای صوتی همزمان انجام نمی گیرد، صدا در این مرحله با دو ماهیت زیر و بم (دورگه) تولید می‌گردد. اثرات دیگر تستوسترون شامل هیپوتروفی و تقویت عضلانی، افزایش فعالیت خونسازی و رشد اندام تناسلی می شود. تستوسترون غلظت VLDL و LDH را افزایش و HDL را کاهش می دهد. تستوسترون به همراه دی هیدروتستوسترون رشد کیسه منی را بعد از بلوغ تحریک می کند. تستوسترون به همراه DHT و استرادیول در تولید اسپرم و نیز تبدیل مغز به نوع نر (male type brain) دخالت دارد. DHT در تشکیل غدد سبوره در پوست، رویش مو در صورت و سینه و نیز رشد غده پروستات نقش دارد. ضمناً آندروژنها روی نقش هورمون رشد، اثر تقویت کننده دارند. سلولهای سرتولی در سطح داخلی لوله های اسپرم ساز قرار دارند. نقش این سلولها در حمایت، تغذیه، تکامل و فاگوسیته کردن اجزاء تخریب شده و ترشح آنزیمهای ضروری برای اسپرماتوژنز است. ضمناً ترشح استرادیول و عامل بازدارنده (Inhibin) نیز به عهده این سلولهاست. عامل بازدارنده روی ترشح FSH از هیپوفیز اثر منفی دارد. سلولهای سرتولی با تشکیلات خاصی به یکدیگر چسبیده اند(tight junction) به طوریکه سد فیزیولوژیکی برای عبور ملکولهای درشت بین فضای داخلی لوله های اسپرم ساز و فضای بینابینی ایجاد می کنند (blood-testis barrier). این سد، برای عبور گنادوتروپین‌ها محدودیت ایجاد کرده و از سوی دیگر مانع تماس آنتی ژنهای سلولهای زاینده با جریان خون می گردد. عدم تماس آنتی ژنهای سلولهای زاینده با جریان خون و در نتیجه سیستم ایمنی، سبب می شود که در شرایط طبیعی، آنتی بادی بر علیه آنها ساخته نشود. در صورتیکه این تماس به هر علتی (وارد کردن آنتی ژنها به بدن و یا صدمه بافتی ناشی از ضربه به این سد) برقرار شود، آنتی بادی بر علیه اسپرمها ساخته شده و در نتیجه فرد عقیم می گردد. اسپرماتوژنز روندی است که از بلوغ به بعد در تمام طول عمر ادامه خواهد داشت. در این روند سلولهای زاینده پیش ساز در طی یک دوره 65 (تا 74) روزه تبدیل به اسپرم می شوند. مراحل اسپرماتوژنز در بافت شناسی توضیح داده شده است. اسپرمها پس از جدا شدن از سلولهای سرتولی از مسیر لوله های اسپرم ساز وارد اپی دیدیم می شوند. در اپی دیدیم اسپرمها یک تا دو هفته توقف دارند که در این مدت حداکثر فعالیت و توانایی لقاح را پیدا می کنند. سپس اسپرماتوزوئیدها در مسیر خروج خود به صورت انزال، با ترشحات کیسه های منی، غده پروستات و غدد بولبویورترال (bulbourethral این غدد باقیمانده لوله مولر در جنس نر است) ترکیب و مایع منی (Semen) را تشکیل می دهد. ترشحات کیسه منی حاوی فروکتوز، فسفریل کولین، اسید اسکوربیک و مقادیر زیادی پروستاگلاندین است. ترشحات پروستات نیز حاوی اسپرمین، اسید سیتریک، کلسترول، فیبرینولیزین، روی و فسفاتاز اسید است. این ترشحات تا حدود زیادی قلیایی هستند و باعث می شوند pH مایع منی به 8-5/7 برسد. البته مناسبترین pH برای فعالیت اسپرمها، 5/6-6 است. با در نظر گرفتن این نکته که pH ترشحات واژن اسیدی است، pH مایع منی با ورود به واژن خنثی شده و شرایط برای فعالیت اسپرمها مناسب می‌گردد. اسپرمها حدوداً کمتر از 5% حجم مایع منی را تشکیل می دهند. (retrograde ejaculation). شکل شماره 6: اجزای بیضه و خونرسانی آنرا نشان می دهد تولید روزانه اسپرم 500 میلیون و تعداد آن در هر میلی لیتر مایع منی 40 تا 100 میلیون است که در شرایط طبیعی 60% آنها قدرت حرکت به جلو دارند. در صورتیکه این مقدار کمتر از 20 میلیون در هر میلی لیتر باشد، ناباروری ایجاد می گردد گاهی تولید اسپرم به صورت طبیعی انجام می گیرد ولی فرد دچار الیگوسپرمی (کمبود مقدار اسپرمها) یا آزوسپرمی (فقدان اسپرم در مایع منی) می شود. در این صورت اگر از بیضه بیوپسی تهیه گردد، بافت آن کاملاً طبیعی خواهد بود. کنترل ترشح بیضه چنانکه در بحث بلوغ آمده است فعالیت بیضه تحت کنترل گنادوتروپین های هیپوفیزی قرار دارد. سلولهای گنادوتروپ هیپوفیز نیز تحت کنترل GnRH هیپوتالاموس می باشند. تزریق آگونیست های GnRH با دوز بالا، در مرحله اول باعث افزایش ترشح گنادوتروپین ها می‌شود و به تدریج حساسیت گنادوتروپ ها و در نتیجه ترشحات آنها کاهش می یابد. گاهی از این داروها در درمان بلوغ زودرس و تومورهای اندام جنسی، استفاده می شود. هنگام ورود مایع منی به اورتر در طی ارگاسم(Orgasm)،گردن مثانه تحت تاثیر سیستم سمپاتیک، منقبض شده مانع از ورود مایع منی به داخل مثانه می شود. در صورت آسیب سیستم عصبی سمپاتیک، بر اثر ضربه، جراحی یا بیماریهای متابولیک مثل دیابت، این انقباض مختل شده و مایع منی هنگام انزال وارد مثانه می گردد. ترشح گنادوتروپین ها به صورت ضربانی انجام می گیرد البته دامنه تغییرات LH وسیعتر از FSH است. این موضوع تا حدودی می تواند مربوط به سرعت بیشتر کلیرانس متابولیک (سرعت متابولیزه شدن و بی اثر شدن یک ماده در بدن)LH باشد. نیمه عمر FSH 2 تا 3 ساعت و نیمه عمر LH 30 دقیقه است. از سوی دیگر گنادوتروپین ها تحت تاثیر فیدبک منفی استروئیدها روی هیپوفیز و هیپوتالاموس قرار دارند. تستوسترون بیشتر روی هیپوتالاموس و استرادیول (ناشی از اثر آروماتاز روی تستوسترون در مغز) بیشتر روی ترشح LH از هیپوفیز اثر فیدبک منفی دارد. عامل اصلی که اثر فیدبک منفی روی ترشح FSH دارد، فاکتور بازدارنده (inhibin) است که قبلاً به آن اشاره شده است.
 
 
 
فیزیولوژی  تولید مثل

میان کنش بین سلول های سرتولی و سلول های دور لوله ای میوئیدی ( PMC )

الف) میان کنش های محیطی  :

-           ECMماتریکس خارج سلولی تولید شده توسط سلول های میوئیدی مهمترین بخش می باشد.

-          دو نقش مهم  ECM :

1-     قسمتی از سد خونی –  بیضوی می باشد

2-     تمایز و قطبیت سلول های سرتولی

-          در محیط آزمایشگاهی، سلول های سرتولی در کنار میوئیدها لامینین ، کلاژن I - IV وفیبرونکتین  ترشح میکنند.

-          سلول های سرتولی هم تا حدی ECM ترشح می کنند که در تمایز میوئید ها نقش دارند.

-          سلو های سرتولی عامل فعال کننده پلاسمینوژن را ترشح می کنند.

-          پلاسمینوژن برای آزاد سازی سلول های زاینده از سرتولی لازم است.

-          سلول های میوئیدی باعث مهار عامل فعال کننده پلاسمینوژن که توسط سرتولی ترشح شده می شود.

ب) میان کنش تغذیه ای :

      - ارتباط تغذیه ای بین سلول های سرتولی و میوئیدی وجود ندارد.هر دو از خون تغذیه می کنند.

ج) میان کنش تنظیمی :

      -     در کشت توام (  co culture) سلول های سرتولی و میوئیدی یک سری ترکیباتی شیمیایی ترشح می کنند

      -     TGF-β که توسط PMC  ( سلول های دور لوله ای میوئیدی ) ترشح می شود، باعث :

1-      القاء ترشح لاکتات توسط سرتولی می شود.

2-      تمایز سلول های سرتولی می شود.

3-     افزایش تولید ABP (Androgenic Binding Protein) در سلول های سرتولی می شود.

-           فاکتور پاراکراین  بنام ( P-MOD-S (Protein secreted by PMC that Modulates Sertoli cells که غیر میتوژنیک با وزن مولکولی 5000تا 1000 دالنون می باشد.گیرنده ی غشایی دارد.

-          ترکیباتی که توسط سلول های سرتولی ترشح می شود:

1-     کمپلکلس TGF α/EGF باعث رشد سلول های PMC شده و تولید کلونی می کند.

2-     با تولید TGF-β توسط سلول های سرتولی، روند کلونی شدن PMCها مهار می شود.

3-     اندوتلین Endothelin) ) ترشح شده از سرتولی ها گیرندهایی بنام   ET-Aو ET-B بر روی سلول های PMC وجود دارد،که باعث شروع انقباضات می گردد.

       -     عامل تنظیمی که توسط هر دو نوع سلول ترشح می شود:

             فاکتور رشد شبه انسولینی (IGF-1) که باعث تسریع در بلوغ و کامل شدن هر دو نوع تیپ سلولی می گردد.

میان کنش بین سلول های سرتولی و لیدیگ (cells Leydig )

-          سلول های لیدیگ سلول های تخصص یافته ای هستند که در فضای بینابینی لوله های منی ساز قرار دارند.

-          بین سلول های لیدیگ ارتباطات Gap Junction  وجود دارد.

-          سلول های لیدیگ به هر دونوع هورمون LH و FSH پاسخ می دهند.

-          بیشتر LH آنها را به فعالیت وا می دارد که باعث تولید و ترشح تستوسترون از مسیر cAMP می گردد.

-          LH برای انجام بهتر کار خود، به هورمون پرولاکتین نیاز دارد.

-          پرولاکتین بر روی غشای سلول های لیدیگ باعث  حفظ و پایداری گیرنده های LH می گردد.

-          در روند معمول درون روی گیرنده های LH جهت ذخیره و نگهداری آنها درون سلول لیدیگ وجود دارد.

-          پرولاکتین باعث تنظیم افزایشی) Up regulation  ) برای گیرنده های LH می گردد.

آۀف) میان کنش  محیطی :

-          به علت وجود ECM در دو سوی میوئید ها میان کنش محیطی  بین این سلول ها وجود ندارد.

ب) میان کنش تغذیه ای :

-     میان کنش تغذیه ای خاصی بین آنها وجود ندارد . هر دو از جریان خون تغذیه می کنند.

ج) میان کنش تنظیمی :

-     ترکیباتی که توسط سلول های لیدیگ تولید و ترشح می شود:

1-     نقش آندروژن های تولید شده بر روی مسیر تکوین سلول های زاینده  مشخص شده است.

          --   تستوسترون به انتهای اپیدیدیم رسیده و آنجا نیزفعالیت می کند.

          --   گیرنده های تستوسترون در داخل سلول های سرتولی به تستوسترون متصل شده و با هم به 

                سلول های ژرم منتقل می شوند.

          --   تاثیر آندروژن ها بر روی سلول های سرتولی خیلی ضعیف تر از FSH می باشد.

          --   آندروژن های تولید شده در لیدیگ باعث حفظ و بقای سرتولی می گردد.

2-     رنین 

3-     برادی مورفین

4-     هورمون اکسی توسین جهت افزایش تحریک انقباض PMC

5-     وجود ترکیب POMC ( big –ACTH ) در سلول های لیدیگ به اثبات رسیده است.

- از این ترکیب بزرگ، موادی همچون بتا اندورفین ، α-MSH و ACTH  جدا شده و ترشح می گردد.

- بتا اندورفین ، باعث کاهش اثر FSH بر روی سلول های سرتولی می شود.

- α-MSH وACTH ، باعث افزلیش اثر FSH بر روی سلول های سرتولی می شود.

- چنانچه به صورت مصنوعی ACTH به کحیط کشت سلول های لیدیگ وارد شود،باعث افزایش تولید آندروژن ها از این سلول ها می گردد.

- سه ترکیب رنین ، برادی مورفین و اکسی توسین در اتصالات غشایی نقش دارند.

-     ترکیباتی که سلول های سرتولی تولید و ترشح می کنند:

1-     هورمون FSH با تاثیر روی سلول های سرتولی باعث ترشح غیر مستقیم آندروژن ها از لیدیگ می شود.به صورتی که موجب تبدیل تستوسترون به استرادیول(E2) می گردد. E2 با تاثیر روی لیدیگ، باعث اختلال در روند استروئیدوژنز شده و از طرفی روند تولید تستوسترون را در لیدیگ افزایش می دهد. خود لیدیگ هم تولید E2 می کند وبه صورت اتوکراین باعث مهار استروئیدوژنز می گردد.

2-     در مراحل اولیه اسپرماتوژنزیز هورمون اکتیوین از سلول های سرتولی ترشح می شود.این هورمون موجب افزایش تولید FSHاز مسیر هیپوفیزی شده در نتیجه باعث افزایش تولید آندروژن توسط لیدیگ می شود.اکتیوین  سه فرم دارد(A-B-AB) که در این مورد اکتیوینA مورد نظر است.

3-     بعد از شروع اسپرماتوژنزیز سلول های سرتولی هورمون اینهیبین  را تولید و ترشح می کند.این هورمون  با فید بک منفی موجب مهار تولید FSH از طریق، مهار مسیرهیپوفیزی می شود .

4-     سرتولی فاکتور IGF-1 را تولید می کند که محرک استروژتز لیدیگ می باشد.

5-     سرتولی کمپلکس TGF-α/EGF ر تولید می کند که موجب مهار استروئیدوژنز و مهار سلول های لیدیگ می باشد.

6-      سرتولی IL-1 را تولید می کند که باعث تمایز سلول های لیدیگ می شود ولی مهار استروئیدوژنز را به دنبال دارد.

7-     TGF-β موجب مهار رشد لیدیگ ها و تحریک استروئیدوژنزیز می گردد.

میان کنش  بین سلول های لیدیگ و PMC :

-          هر دو از مشتقات سلول های مزودرمی چند توانه (Totipotent ) هستند.

-          منشا از بافت جنینی ادراری تناسلی هستند.

الف) میان کنش محیطی :

در دوران جنینی ارتباطاتی با هم دارند.اما در دوران بلوغ بدلیل وجود سلول های استرومایی و سلول های اندوتلیوم لنفاتیک ، عملاً ارتباط محیطی بین آنها وجود ندارد.

ب) میان کنش تغذیه ای :

هر دو از خون استفاده می کنند و ارتباطی بام ندارند.

ج) میان کنش  تنظیمی :

-   آندروژن لیدیگی باعث افزایش روند تمایز در سلول های میوئید می شود.

-   تولید و ترشح پروتئین P-MOD-S را از سلول هایمیوئید افزایش می دهد.

-  سلول های میوئید  فاکتور های رشد زیر را تولیید و ترشح می کنند:

        IGF1 و  TGFβ تولید و ترشح می کنن که باعث روند استروئیدوژنز در لیدیگ می شود.

TGFα           باعث مهار استروئیدوژنز در لیدیگ می شود.

 

میان کنش های فرعی در بافت بیضه ای :

-          ماکروفاژ هایی که در فضای بینابینی لوله های منی ساز وجود دارند ، IL1 وTNF را تولید میکنند.که به عنوان مهارکننده های بیان ژنی در لیدیگ عمل می کنند که نتیجه آن مهار روند استروئیدوژنز است.

-          لنفوسیت های درون بافت بیضوی ، اینترفرون γ (IFγ )  تولید می کنند که موجب مهار استروئیدوژنز در لیدیگ می گردد.

-          سلول های لیدیگ تستوسترون تولید و ترشح می کنند که سلول های اندوتلیوم سرخرگ های درون بیضه را مورد هدف قرار می دهد. در نتیجه باعث حفظ جریان طبیعی خون در این سرخرگ ها می شود.

-          سلول های لیدیگ فاکتور های بتا اندورفین تولید و ترشح می کنند که باعث مهار نفوذ پذیری رگ های خونی بیضه می شود.

-          در دوران جنینی فاکتور های مختلفی همچون  TNF, EGF, ILγ/δ, TGF, Ephrin, Angiopoitin از سلول های مختلف بیضه تولید و ترشح می شوند ؛ که منجر به پدیده ی رگزایی می شوند.

 

 

 

    

چکیده
بقاي نسل موجودات زنده ، به يک عامل حياتي و مهم به نام توليد مثل بستگي دارد . اگر موجودي قادر به توليد مثل نباشد ، نسل آن موجود رو به انقراض و نابودي خواهد رفت . توليد مثل شاخص مهمي در تعيين بازدهي توليدات دامي است . بازدهي توليد مثل را مي توان به عـنوان ميزان توانايي حیوانات در آبستن شدن و توليد نوزاد زنده و سالم مطرح نمود. با توجه به اهمیتی که تولید مثل دارد انجام هر نوع پژوهشی در رابطه با افزایش راندمان تولید مثل از اهمیت فراوانی برخوردار است. یکی از این راهها افزایش تخمک ریزی و بررسی این موضوع در بین حیوانات مزرعه ای است که در این مقاله بررسی می شود.

 

1- مقدمه
از نظر بيولوژيک ، نرخ زايمان مناسبترين مقـياس براي سنجش باروري است. اصلاح نژاد دامهای اهلی از نظر کلاسیک خیلی موفق بوده وروند آهسته ای دارد.چندین دهه نیاز است یک جمعیت دام اهلی با رفتارهای ژنتیکی پیشرفته اصلاح شوند.بیوتکنولوژی راه را برای تولید آسانتر دامها با ویژگیهای ژنتیکی پیشرفته جهت تکثیر سریع این دامها هموار می کند.یک پیشرفت مهم در انتقال جنین در جنینهای بدست آمده از ماده های اصلاح شده ممتاز می باشد که جهت آبستنی به دامهای دیگر منتقل می شود.این ماده ها شاید تخمهای بیشتری نسبت به نرمال تولید کنند. در نتیجه تزریقات هورمونی که باعث ایجاد چند تخمک گذاری super ovulation میشود، نه تنها جنین بلکه تخمهای لقاح نشده (اووسیت)را میتوان از مادران ممتاز بدست آورد.تخمدان هاي پستانداران از فوليكولها تشكيل شده است. عمل اصلي تخمدان رشد و پرورش اووسيت ها و توليد هورمون ها است. اگرچه فاكتورهاي متعددي بر روي رحم و جنين در طول دوران آبستني اثر مي گذارند كه در تعداد نوزادان سالم به دنيا آمده نقش دارند، اما میزان تخمك ريزي مهمترين پارامتر در تعيين راندمان توليدمثل است. تخمك گذاري، فرايندي پيچيده است كه با غليان گنادوتروپين ها شروع شده و با از سر گيري ميوز، پاره شدن سطح فوليكول، آزاد شدن تخم بالغ داراي قابليت باروري وتشکیل دوباره ساختار ديواره فوليكولي انجام می شود. آشنایی با هورمونها، تنظيم گرهاي تخمك ريزي، اصول تغذيه اي يا انتخاب ژنتيكي از مهمترین موارد در رابطه با تخمک گذاری است. با توجه به اهمیتی که تخمک گذاری در بین حیوانات مزرعه ای دارد لذا در این مقاله مروری، تخمک گذاری در حیوانات اهلی بررسی شد.
 
 
 
2- رشد فوليكول و کنترل آن از طریق هورمون ها
رشد فوليكولی تخمدان توسط موجهاي فوليكولي متوالي در هر سيكل فحلي صورت می گیرد. هر موج شامل سه مرحله، مرحله آغازين فوليكولهاي، انتخاب فوليكول غالب وآترزي است. تعداد نهايي فوليكول هايي که تخمک ريزي مي کنند توسط تعداد فوليكولهاي آغازين و توانايي آنها به ادامه رشد و دور ماندن از آترزي تعيين مي شود و تعداد آن بر اساس گونه و نژاد متفاوت است. مراحل گزينش آغازين و فوليكول غالب تحت تنظيم بسيار هماهنگ اندوكريني و پاراكريني، فاكتورهاي رشد، فاكتورهاي موضعي توليد شده از سلولهاي سوماتيك فوليكول و احتمالاً اووسيت در حال رشد است. با توجه به اينکه تعداد فوليكولهاي تخمك گذار معمولاً در داخل گونه يا نژاد كنترل مي شوند اما جهش هاي ژني متعدد يا ديگر استراتژي هاي فيزيولوژيكي مي تواند باعث افزايش نرخ تخمك ريزي شوند. به همين دلیل نرخ تخمك ريزي مي تواند به وسيله هورمون هاي اگزوژنوس يا تغييرات جيره در طول دوران بحراني رشد فوليكولي دستكاري گردد. تعداد فوليكول ها پيش از تخمك ريزي به طور معني داري بين نشخواركنندگان و خوك متفاوت است اما تشابهات برجسته اي در روش هاي كنترل و تغيير نرخ تخمك ريزي بين آنها وجود دارد. تفاوت اصلي در بين اين گونه ها، از نظر تعداد فوليكول هايي كه به مرحله بلوغ مي رسند منوط به حضور آروماتاز و تعداد رسپتورهاي LH در سلولهاي گرانولوزا و همچنين غلظت هاي بالاي استراديول در مايع فوليكولي است. گنادوتروپين ها(FSH,LH) احتمالاً در شروع رشد فوليكولي دخالت ندارند، بنابراين به نظر نمي رسد پيش نياز تكامل فوليكولي باشند. ولي مراحل پاياني رشد فوليكولي به طور آشكاري به گنادوتروپين هاي هيپوفيزي وابسته مي باشد. FSH مهمترين هورمون كنترل كننده رشد فوليكولي در گاو، گوسفند و خوك است و ترشح آن از طريق محصولات ترشحي اصلي فوليكولي غالب ( استراديول و اينهيبين A) كنترل مي شود. در گاو، كاهش در غلظت FSH منجر به اختلاف سريع در اندازه فوليكول غالب بعدي و بزرگترين فوليكول زيردست مي شود. اگر چه به نظر مي رسد FSH در كنترل گزينش آغازين فوليكولي مهم باشد اما ارتباطي بين نرخ تخمك ريزي و غلظت هاي FSH هنوز ثابت نشده است. FSH نه تنها يك نقش كليدي در كنترل رشد و تكامل فوليكولي بازي مي كند، بلكه موجب همزماني در رشد جمعيت فوليكولي در نشخواركنندگان می شود.
GnRH‌ يك فاكتور هيپوتالاموسي است كه آزادسازي گنادوتروپين هيپوفيزي را كنترل مي كند و در كنترل و همزمان سازي غليان LH‌ و تخمك گذاري موثر است. GnRH‌ مي تواند الگوي ترشح LH‌ را تغيير دهد. از سوي ديگر hCG نيز داراي فعاليت مشابه LH‌ است، بنابراين استفاده از GnRH و hCG‌ براي ايجاد غليان LH‌ در مواردي مانند برنامه هاي تلقيح مصنوعي و انتقال جنين كه همزماني تخمك ريزي ضروري است مي تواند بسیار مفید باشد. استفاده از تزريق روزانه GnRH‌ با سركوب ترشحFSH و LH‌ ، از حضور فوليكول هاي غالب جلوگيري مي كند و تعداد فوليكول هاي حساس به گنادوتروپين ها را افزايش و آنها را قادر به تخمك گذاري در پاسخ به تيمار سوپراوولاسيون مي كند. تحليل فوليكول در خوك و بيشتر پستانداران توسط مرگ سلولي برنامه ريزي شده يا آپوپتوزيس سلول هاي گرانولوزا و تيكا ايجاد مي شود. استراديول تکثير سلول هاي گرانولوزا را تحريك مي كند، عملكرد FSH‌ و LH‌ را در استروئيدسازي بالا مي برد و به نظر مي رسد براي رشد و بلوغ فوليكولي كاملاً ضروري است. تحقيقات آزمايشگاهي نشان مي دهد كه IGF-I‌ در پاسخ به FSH‌ در سلولهاي گرانولوزاي گاو وگوسفند توليد مي شود.IGF-I‌ احتمالاً مهمترين واسطه براي عمل FSH‌ در تخمدان بز است. ارزيابي عملكرد فوليكولي با تعيين هورمونهاي تخمداني از قبيل استراديول و اينهيبين A ، با توجه به اينكه اساساً يا تنها توسط فوليكولهاي سالم ترشح مي شود، خيلي قابل اعتماد است. از آنجائيكه اندازه گيري استراديول به دليل پايين بودن سطوح آن در پلاسما و بالا بودن سرعت حذف متابوليكي آن مشكل است، اينهيبينA ‌ به عنوان ماركر بهتري براي عملكرد فوليكولي در نشخواركنندگان است.
3- نقش تغذيه در رشد فوليكول و میزان تخمك ريزي
شرايط تغذيه اي ممكن است بر عملكرد توليدمثل پستانداران اهلي اثر بگذارد و نگهداري سطوح نرمال تغذيه اي براي عملكردمناسب تخمدان مهم است. تحت شرايط خاص مخصوصاً بسته به سن حيوان، تكامل فوليكولي به تغييرات غذايي دريافتي حساس مي شود. اثرات تغذيه اي بر روي نرخ تخمك گذاري، به وسيله تغيير در ترشح فاكتورهاي رشد، هورمونهاي متابوليكي و گنادوتروپين ها و يا اثر متقابل آنها اعمال مي شود. شواهدي وجود دارد كه نشان مي دهد تغيير رژيم غذايي قبل از جفت گيري، بدون تغيير در ترشح گنادوتروپين مي تواند ويژگيهاي فوليكولي/ اووسيت را در خوك و نشخواركنندگان تغيير دهد. رژيم غذايي همچنين ارتباط مثبتي با نرخ رشد و اندازه فوليكول تخمك ريزي كننده دارد. كمبود غذايي با كاهش حساسيت تخمدان به گنادوتروپين ها و كاهش غلظت هاي پلاسماييIGF-I و انسولين، در نهايت منجر به كاهش رشد فوليكولي مي شود. معلوم شده است كه كاهش غلظت IGF-I‌ با كاهش نرخ تخمك ريزي ارتباط دارد. فاكتورهاي رشد مي تواند از منابع اندوكريني منشا بگيرند يا ممكن است به طور موضعي در داخل فوليكول توليد شود.
4- آنژيوژنسيس در طول توسعه فوليكولي
به طور كلي پذيرفته شده كه توسعه فوليكولي به آنژيوژنسيس و آترزي فوليكولي اغلب به كاهش عروق خوني بستگي دارد. آنژيوژنسيس در اواخر مرحله پرآنترال در لايه تيكا صورت مي گيرد. عروق دو شبكه مويرگي متصل را در تيكاي داخلي و خارجي تشكيل مي دهند ولي به داخل غشاء پايه و در نتيجه سلول گرانولوزا نفوذ نمي كنند. وجود عروق زياد در فوليكول غالب، جذب گنادوتروپين ها را در مقايسه با ديگر فوليكولهاي آنترال افزايش مي دهد و اين منجر به شكل گيري اين عقيده مي شود كه ميزان توسعه عروق فوليكولي در انتخاب فوليكول تخمك ريزي کننده نقش اصلي را بازي مي كند. اساس فاكتور آنژيوژنيك كنترل كننده آنژيوژنسيس فوليكولي مشابه VEGF‌ مي باشد.VEGF‌ محرك قوي تکثير و مهاجرت سلولهاي اندوتليال عروق و به علاوه نفوذپذيري عروق مي باشد. سلولهاي گرانولوزا مهمترين منبع VEGF‌ در فوليكول مي باشند. مطالعات نشان داده است كه دستكاري سيستم VEGF توسعه فوليكولي را در تمام مراحل مي تواند تغيير دهد.
 
5- نتيجه گيري
با توجه به اهمیتی که تولید مثل در پرورش دامهای اهلی دارد اهمیت دادن به این موضوع بسیار مهم است و یکی از راههای افزایش راندمان تولید مثلی در بین حیوانات مزرعه ای افزایش نرخ تخمک گذاری در حیوانات اهلی کوچک (گوسفند، بز و خوک و..) و همزمان سازی تخمک ریزی و اطلاع دقیق از زمان تخمک ریزی در حیوانات اهلی بزرگ (مثل گاو) است. از مطالب این مقاله همچنین می توان نتیجه گرفت که اثر متقابل گنادوتروپين ها، هورمونهاي متابوليكي و فاكتورهاي پاراكرين می تواند بر رشد فوليكولي و نرخ تخمك ريزي تاثیر مستقیم داشته باشد. با توجه به اینکه استراتژي هاي مشتركي در بين گونه هاي اهلي، براي تنظيم و در برخي موارد براي افزايش تعداد فوليكولهاي پيش از تخمك ريزي وجود دارد لذا دستكاري تغذيه اي از طريق سيگنال هاي سيستميك و استفاده از يك روش غيرتهاجمي و قابل قبول براي افزايش تعداد فوليكولهايي میتواند قابل قبول باشد
 |+| نوشته شده در  پنجشنبه 17 تیر1389ساعت 4:25  توسط علی ف. نوجوان  | 
 
  بالا